| 摘要 | 第4-5页 |
| ABSTRACT | 第5页 |
| 中英文缩略词表 | 第9-10页 |
| 第一章 引言 | 第10-25页 |
| 1.1 传染性海绵状脑病概述 | 第10-12页 |
| 1.2 人克雅氏疾病 | 第12-14页 |
| 1.2.1 克雅氏疾病的流行病学 | 第12-13页 |
| 1.2.2 变异型克雅氏病的传播方式 | 第13-14页 |
| 1.2.3 Prion疾病跨种间传播的研究 | 第14页 |
| 1.3 病原学特点 | 第14-15页 |
| 1.3.1 朊蛋白低聚物的研究进展 | 第14-15页 |
| 1.3.2 不同种属来源的朊病毒易感性及结构稳定性之间的差异 | 第15页 |
| 1.4 PRPC的生物学功能 | 第15-16页 |
| 1.4.1 朊蛋白低聚物的神经毒性 | 第15-16页 |
| 1.4.2 朊蛋白低聚物能够引起神经元的凋亡 | 第16页 |
| 1.5 线粒体动力学 | 第16-24页 |
| 1.5.1 线粒体动力学概念 | 第16-17页 |
| 1.5.2 线粒体动力学与神经系统疾病 | 第17-18页 |
| 1.5.3 神经退行性疾病中线粒体动力学的失衡 | 第18-19页 |
| 1.5.4 线粒体动力学调节线粒体功能及凋亡 | 第19-20页 |
| 1.5.5 线粒体动力学与神经系统的发育 | 第20-21页 |
| 1.5.6 线粒体动力学与细胞凋亡 | 第21-23页 |
| 1.5.7 线粒体动力学与突触可塑性 | 第23-24页 |
| 1.6 本研究的目的和意义 | 第24-25页 |
| 第二章 PRION疾病中线粒体形态及分布发生改变 | 第25-37页 |
| 引言 | 第25页 |
| 2.1 材料 | 第25-29页 |
| 2.1.1 细胞及实验动物 | 第25页 |
| 2.1.2 主要试剂 | 第25-26页 |
| 2.1.3 实验所用溶液的配制 | 第26-28页 |
| 2.1.4 主要仪器及设备 | 第28-29页 |
| 2.2 实验方法 | 第29-32页 |
| 2.2.1 无内毒素质粒Mito-GFP的大量提取 | 第29-30页 |
| 2.2.2 Mito-GFP质粒转染N2a细胞 | 第30页 |
| 2.2.3 PrP~(106-126)处理神经元 | 第30页 |
| 2.2.4 免疫荧光检测Mito-GFP的定位 | 第30-31页 |
| 2.2.5 Prion仓鼠脑组织样本的制备 | 第31页 |
| 2.2.6 透射电镜观察Prion金黄地鼠脑内线粒体形态 | 第31页 |
| 2.2.7 免疫组织化学染色法检测prion地鼠脑组织线粒体在神经元中的分布情况 | 第31-32页 |
| 2.2.8 统计学分析 | 第32页 |
| 2.3 实验结果 | 第32-36页 |
| 2.3.1 PrP~(106-126)处理的N2a细胞线粒体发生碎裂 | 第32-33页 |
| 2.3.2 prion仓鼠模型脑中线粒体发生碎裂 | 第33-34页 |
| 2.3.3 PrP~(106-126)处理的N2a细胞线粒体分布发生改变 | 第34页 |
| 2.3.4 prion仓鼠模型脑中线粒体分布发生改变 | 第34-36页 |
| 2.4 讨论 | 第36-37页 |
| 第三章 PRION疾病中线粒体DLP1含量的升高导致了线粒体形态及功能的改变 | 第37-52页 |
| 引言 | 第37页 |
| 3.1 材料 | 第37-41页 |
| 3.1.1 细胞系及实验动物 | 第37页 |
| 3.1.2 主要试剂 | 第37-38页 |
| 3.1.3 实验所用溶液的配制 | 第38-40页 |
| 3.1.4 主要仪器及设备 | 第40-41页 |
| 3.2 实验方法 | 第41-44页 |
| 3.2.1 PrP~(106-126)处理N2a细胞 | 第41页 |
| 3.2.2 Prion仓鼠脑组织样本的制备 | 第41页 |
| 3.2.3 线粒体的分离 | 第41页 |
| 3.2.4 Western blot检测目的蛋白 | 第41-42页 |
| 3.2.5 无内毒素重组质粒PCMV-HA-DLP1,Mito-GFP的大量提取 | 第42-43页 |
| 3.2.6 PCMV-HA-DLP1质粒及DLP1RNAi转染N2a细胞 | 第43页 |
| 3.2.7 激光共聚焦检测 | 第43-44页 |
| 3.2.8 活性氧的测定 | 第44页 |
| 3.2.9 ATP的检测 | 第44页 |
| 3.2.10 统计学分析 | 第44页 |
| 3.3 结果 | 第44-51页 |
| 3.3.1 Prion疾病中DLP1表达量略有下降 | 第44-45页 |
| 3.3.2 Prion疾病中线粒体DLP1的量显著上升 | 第45-47页 |
| 3.3.3 DLP1的量调控了PrP~(106-126) N2a细胞中线粒体形态的改变 | 第47-49页 |
| 3.3.4 DLP1调节的线粒体形态的改变可抑制PrP~(106-126)处理的N2a细胞线粒体功能紊乱 | 第49-51页 |
| 3.4 分析与讨论 | 第51-52页 |
| 第四章 DLP1调节PRP~(106-126)诱导的神经元凋亡及突触可塑性的改变 | 第52-67页 |
| 引言 | 第52-53页 |
| 4.1 材料 | 第53-57页 |
| 4.1.1 主要试剂 | 第53-55页 |
| 4.1.2 实验所用溶液的配制 | 第55-56页 |
| 4.1.3 主要仪器及设备 | 第56-57页 |
| 4.2 实验方法 | 第57-61页 |
| 4.2.1 小鼠原代皮质神经元的分离培养 | 第57-58页 |
| 4.2.2 无内毒素重组质粒PCMV-HA-DLP1,Mito-GFP的大量提取 | 第58-59页 |
| 4.2.3 PCMV-HA-DLP1质粒及DLP1RNAi转染N2a细胞 | 第59页 |
| 4.2.4 PrP~(106-126)刺激小鼠原代神经元 | 第59页 |
| 4.2.5 Western blot检测Caspase3、PSD95及Spinophilin蛋白 | 第59-60页 |
| 4.2.6 慢病毒感染 | 第60页 |
| 4.2.7 免疫荧光检测树突棘及线粒体共定位 | 第60-61页 |
| 4.2.8 细胞活力的检测 | 第61页 |
| 4.2.9 统计学分析 | 第61页 |
| 4.3 实验结果 | 第61-66页 |
| 4.3.1 抑制DLP1的表达可以减少由于PrP~(106-126)引起的细胞活性降低 | 第61-62页 |
| 4.3.2 Prion疾病中细胞凋亡上升,DLP1调节的线粒体动力学变化可以调节PrP~(106-126)引起的细胞凋亡 | 第62-63页 |
| 4.3.3 DLP1与突触可塑性 | 第63-65页 |
| 4.3.4 Prion疾病中原代神经元树突棘数量的减少是DLP1调节的线粒体动力学紊乱导致的 | 第65-66页 |
| 4.4 分析与讨论 | 第66-67页 |
| 第五章 结论及创新点 | 第67-68页 |
| 5.1 结论 | 第67页 |
| 5.2 创新点 | 第67-68页 |
| 参考文献 | 第68-82页 |
| 致谢 | 第82-84页 |
| 个人简介 | 第84页 |
