| 致谢 | 第4-5页 |
| 摘要 | 第5-6页 |
| Abstract | 第6页 |
| 缩略语 | 第7-12页 |
| 1 引言 | 第12-18页 |
| 1.1 果蝇模式生物 | 第12-13页 |
| 1.2 细胞自噬 | 第13-16页 |
| 1.2.1 细胞自噬途径 | 第14页 |
| 1.2.2 细胞自噬调节 | 第14-16页 |
| 1.3 细胞内吞 | 第16页 |
| 1.4 Dynamin研究进展 | 第16-18页 |
| 2 材料与方法 | 第18-35页 |
| 2.1 实验材料 | 第18-22页 |
| 2.1.1 主要仪器 | 第18-19页 |
| 2.1.2 实验耗材 | 第19-20页 |
| 2.1.3 实验用的的果蝇品系 | 第20-21页 |
| 2.1.4 实验到的抗体 | 第21页 |
| 2.1.5 实验相关试剂配方 | 第21-22页 |
| 2.2 实验方法 | 第22-35页 |
| 2.2.1 X染色体致死基因平衡系的建立 | 第22-23页 |
| 2.2.2 FRT/FLP系统 | 第23-24页 |
| 2.2.3 重组嵌合体 | 第24页 |
| 2.2.4 MARCM技术 | 第24-25页 |
| 2.2.5 抽提果蝇基因组DNA | 第25-26页 |
| 2.2.6 多聚酶链式反应PCR | 第26页 |
| 2.2.7 琼脂糖凝胶电泳 | 第26-27页 |
| 2.2.8 DNA片段切胶回收 | 第27页 |
| 2.2.9 限制性内切酶切割DNA | 第27-30页 |
| 2.2.10 酶切产物纯化 | 第30页 |
| 2.2.11 T4 ligase的连接反应 | 第30页 |
| 2.2.12 重组质粒转化感受态细胞 | 第30页 |
| 2.2.13 质粒DNA批量抽提 | 第30-31页 |
| 2.2.14 S2细胞培养 | 第31页 |
| 2.2.15 转染 | 第31页 |
| 2.2.16 果蝇脂肪体组织活细胞染色 | 第31-32页 |
| 2.2.17 果蝇三龄幼虫脂肪体组织免疫荧光染色 | 第32页 |
| 2.2.18 NRK细胞免疫荧光及活细胞染色 | 第32页 |
| 2.2.19 Western blot检测 | 第32-33页 |
| 2.2.20 透射电子显微镜样品制备 | 第33-35页 |
| 3 结果与分析 | 第35-56页 |
| 3.1 果蝇突变体XG12O,XG12A中细胞的酸性明显降低 | 第35页 |
| 3.2 XG12O与XG12A果蝇中shibire发生突变 | 第35-37页 |
| 3.3 shi对细胞自噬的调节 | 第37-45页 |
| 3.3.1 shi~(-/-)导致细胞自噬缺陷 | 第37-40页 |
| 3.3.2 shi突变细胞中自噬底物进入溶酶体过程正常 | 第40-42页 |
| 3.3.3 shi影响溶酶体上氢离子泵亚基的转运 | 第42-44页 |
| 3.3.4 shi突变导致溶酶体降解障碍不依赖于细胞自噬 | 第44-45页 |
| 3.4 其它内吞元件对细胞自噬的调节 | 第45-51页 |
| 3.4.1 clathin与shi细胞自噬调节机制一致 | 第45-47页 |
| 3.4.2 AP-1-2β、AP-2α、EPS15的细胞自噬调节机制 | 第47-51页 |
| 3.5 哺乳动物细胞中shi同源基因对细胞自噬调节 | 第51-56页 |
| 3.5.1 抑制Dynamin溶酶体酸性明显降低 | 第51-52页 |
| 3.5.2 抑制Dynamin活性导致LC3积累 | 第52-54页 |
| 3.5.3 抑制Dynamin活性导致自噬溶酶体结构膨大 | 第54页 |
| 3.5.4 Dynamin参与mTOR信号的再激活 | 第54-56页 |
| 4 讨论 | 第56-59页 |
| 4.1 shi通过参与溶酶体蛋白V-ATPase的转运影响溶酶体的功能 | 第56页 |
| 4.2 不同的内吞元件对细胞自噬有不同的调节机制 | 第56-57页 |
| 4.3 shi对自噬的调节作用在哺乳动物中是保守的 | 第57页 |
| 4.4 shi参与细胞自噬后期mTOR信号的再激活 | 第57-59页 |
| 5 结论 | 第59-60页 |
| 参考文献 | 第60-63页 |
| 作者简历 | 第63页 |
