| 摘要 | 第8-10页 |
| Abstract | 第10-11页 |
| 缩略语表 | 第12-13页 |
| 第一章 前 言 | 第13-17页 |
| 第二章 材料和方法 | 第17-45页 |
| 1. 主要仪器、材料和试剂 | 第17-22页 |
| 1.1 主要仪器 | 第17页 |
| 1.2 主要材料 | 第17-18页 |
| 1.3 主要试剂 | 第18-19页 |
| 1.4 实验所用试剂的配制 | 第19-22页 |
| 1.4.1 中性缓冲甲醛固定液的配制 | 第19页 |
| 1.4.2 磷酸盐缓冲液（PBS） | 第19页 |
| 1.4.3 4.5%水合氯醛 | 第19-20页 |
| 1.4.4 0.5%TTC染色液 | 第20页 |
| 1.4.5 福尔马林固定液 | 第20页 |
| 1.4.6 小鼠实验脱毛液 | 第20页 |
| 1.4.7 DEPC水 | 第20页 |
| 1.4.8 PBST（1L） | 第20页 |
| 1.4.9 10×FA Buffer | 第20-21页 |
| 1.4.10 5 × 甲醛变性胶加样缓冲液（5×loading buffer） | 第21页 |
| 1.4.11 1×甲醛变性胶电泳缓冲液（1×running buffer） | 第21页 |
| 1.4.12 1.2%的甲醛变性胶 | 第21-22页 |
| 1.4.13 配制DNA粗提裂解液 | 第22页 |
| 2.实验方法 | 第22-45页 |
| 2.1 MEF细胞的制备 | 第22-23页 |
| 2.2 iPS细胞的培养 | 第23页 |
| 2.3 细胞的转染 | 第23-24页 |
| 2.3.1 使用Lipofectamine 2000转染，步骤如下 | 第24页 |
| 2.3.2 使用Lipofectamine 2000将mi RNA‐217转染到Ips细胞中、经过 | 第24页 |
| 2.4 Cell tracker CM Di I标记细胞 | 第24-25页 |
| 2.5 细胞的粘附迁移 | 第25-26页 |
| 2.5.1 细胞粘附 | 第25页 |
| 2.5.2 iPS细胞对内皮细胞的粘附 | 第25页 |
| 2.5.3 细胞迁移 | 第25-26页 |
| 2.5.4 iPS细胞跨内皮细胞的迁移 | 第26页 |
| 2.6 成功构建小鼠急性下肢缺血再灌注损伤模型 | 第26-27页 |
| 2.6.1 实验分组 | 第26-27页 |
| 2.6.2 模型建立 | 第27页 |
| 2.7 根据下肢活动功能进行评分，激光多普勒测血流 | 第27-28页 |
| 2.8 组织的提取 | 第28页 |
| 2.9 石蜡切片制作 | 第28-30页 |
| 2.10 冰冻切片制作 | 第30-31页 |
| 2.10.1 包埋 | 第30页 |
| 2.10.2 切片 | 第30-31页 |
| 2.11冰冻切片组织的荧光观察 | 第31页 |
| 2.12苏木素‐伊红（HE）染色 | 第31页 |
| 2.13免疫荧光技术 | 第31-33页 |
| 2.13.1 原理 | 第31-32页 |
| 2.13.2 使用方法 | 第32页 |
| 2.13.3 免疫荧光步骤 | 第32页 |
| 2.13.4 制作冰冻切片（同上） | 第32页 |
| 2.13.5 染色 | 第32-33页 |
| 2.13.6 对照设计 | 第33页 |
| 2.14 组织总RNA提取及PCR方法 | 第33-37页 |
| 2.14.1 组织总RNA提取 | 第33页 |
| 2.14.2 去除RNA样品中的DNA | 第33-34页 |
| 2.14.3 实时定量PCR(Real‐time PCR) | 第34-35页 |
| 2.14.3.1 引物设计： | 第34页 |
| 2.14.3.2 PCR反应体系（20μl） | 第34-35页 |
| 3.14.3.3 Real‐time PCR循环参数 | 第35页 |
| 2.14.4 Real‐time PCR数据分析 | 第35-37页 |
| 2.15细胞及肌肉组织中总DNA的提取、普通PCR。跑胶tetol定量 | 第37-40页 |
| 2.15.1 细胞总RNA的抽提 | 第37-38页 |
| 2.15.2 RNA定量（同上面的组织RNA的定量） | 第38页 |
| 2.15.3 质量鉴定（同上面的组织RNA的定量） | 第38-39页 |
| 2.15.3.1 实验步骤 | 第38-39页 |
| 2.15.4 mRNA逆转录为c DNA | 第39页 |
| 2.15.5 反应体系 | 第39-40页 |
| 2.15.6 SYBR Green Real‐time PCR | 第40页 |
| 2.15.6.1 引物序列 | 第40页 |
| 2.15.6.2 反应体系及条件 | 第40页 |
| 2.16 提取细胞总RNA和DNA及PCR扩增tet O | 第40-44页 |
| 2.16.1 细胞总RNA的提取及逆转录（同前） | 第41页 |
| 2.16.2 细胞总DNA的提取 | 第41页 |
| 2.16.3 细胞RNA逆转录产物c DNA和细胞粗提DNA进行tet O的PCR扩增 | 第41-42页 |
| 2.16.4 普通PCR反应体系及条件 | 第42-44页 |
| 2.17 统计学分析 | 第44-45页 |
| 第三章 实验结果 | 第45-57页 |
| 1.成功制备出诱导多动能干细胞 | 第45-46页 |
| 2. 体外转染mi RNA‐217对iPS细胞跨内皮细胞的粘附、迁移能力的影响 | 第46页 |
| 3.IPs在急性小鼠缺血再灌注损伤模型中的去向 | 第46-47页 |
| 4.缺血再灌注损伤小鼠尾静脉注射ips或MEF成瘤情况 | 第47页 |
| 5.尾静脉注射细胞后各组模型小鼠的肢体运动功能及血流情况 | 第47-49页 |
| 6.3天后缺血再灌注部位组织的HE染色情况 | 第49页 |
| 7.红色荧光（Di I）处理的细胞进入急性缺血再灌注损伤的动物体内的定位 | 第49-50页 |
| 8.免疫荧光化学染色检测缺血再灌注损伤处边缘组织血管情况 | 第50-52页 |
| 9.实时PCR检测iPS和mi RNA‐217对下肢缺血再灌注损伤后肌组织炎症因子的表达 | 第52-55页 |
| 10.Teto定量 | 第55-57页 |
| 第四章 讨论 | 第57-59页 |
| 第五章 结论 | 第59-60页 |
| 参考文献 | 第60-63页 |
| 致谢 | 第63-64页 |
| 综述 | 第64-71页 |
| 参考文献 | 第70-71页 |
