中文摘要 | 第4-6页 |
Abstract | 第6-7页 |
第一章 引言 | 第11-12页 |
第二章 材料与方法 | 第12-25页 |
2.1 实验对象 | 第12页 |
2.2 糖尿病(Diabetics Mellitus,DM)大鼠模型的建立 | 第12页 |
2.2.1 实验用药 | 第12页 |
2.2.2 造模方法 | 第12页 |
2.3 机械痛阈检测 | 第12-13页 |
2.3.1 实验仪器 | 第12页 |
2.3.2 实验用药 | 第12页 |
2.3.3 测试方法 | 第12-13页 |
2.4 热痛阈检测 | 第13页 |
2.4.1 实验仪器 | 第13页 |
2.4.2 实验用药 | 第13页 |
2.4.3 测试方法 | 第13页 |
2.5 运动功能测试(Rotarod test) | 第13-14页 |
2.5.1 实验仪器 | 第13页 |
2.5.2 实验内容 | 第13-14页 |
2.6 组织特异性DRG神经元的标记、急性分离与培养 | 第14-15页 |
2.6.1 实验仪器 | 第14页 |
2.6.2 实验试剂 | 第14页 |
2.6.3 荧光染料DiI标记足底相关DRG神经元 | 第14页 |
2.6.4 DRG神经元的急性分离 | 第14-15页 |
2.7 全细胞膜片钳实验 | 第15-18页 |
2.7.1 实验仪器 | 第15页 |
2.7.2 实验试剂及药品 | 第15-16页 |
2.7.3 拉制玻璃微电极 | 第16页 |
2.7.4 全细胞膜片钳记录 | 第16-17页 |
2.7.5 神经元兴奋性记录 | 第17-18页 |
2.7.6 数据分析 | 第18页 |
2.8 细胞培养 | 第18-19页 |
2.8.1 实验试剂 | 第18页 |
2.8.2 实验仪器 | 第18页 |
2.8.3 DMEM培养基的配置 | 第18-19页 |
2.8.4 细胞系/株的培养 | 第19页 |
2.8.5 慢病毒包装及细胞转染 | 第19页 |
2.8.6 细胞成像 | 第19页 |
2.9 Western Blotting检测蛋白表达 | 第19-21页 |
2.9.1 实验试剂 | 第19-20页 |
2.9.2 实验仪器 | 第20页 |
2.9.3 实验方法 | 第20-21页 |
2.10 qRT-PCR检测目的基因mRNA含量 | 第21-23页 |
2.10.1 总RNA的提取 | 第21页 |
2.10.2 cDNA的合成 | 第21-22页 |
2.10.3 实时定量PCR | 第22-23页 |
2.10.4 实时定量PCR数据分析 | 第23页 |
2.11 免疫细胞化学 | 第23-24页 |
2.11.1 实验试剂 | 第23页 |
2.11.2 实验仪器 | 第23页 |
2.11.3 实验方法 | 第23-24页 |
2.12 免疫共沉淀 | 第24-25页 |
2.12.1 实验试剂 | 第24页 |
2.12.2 实验仪器 | 第24页 |
2.12.3 实验方法 | 第24页 |
2.12.4 注意事项 | 第24-25页 |
第三章 实验结果 | 第25-37页 |
3.1 CASK/嘌呤能受体信号转导途径参与DM大鼠的足底痛觉过敏的形成 | 第25-37页 |
3.1.1 腹腔注射STZ诱导成年大鼠痛觉行为学评分显著降低 | 第25-26页 |
3.1.2 CASK基因在DM组大鼠DRG中转录、表达水平显著增强 | 第26-27页 |
3.1.3 P2X2基因在DM组大鼠DRG中表达水平显著增强 | 第27-29页 |
3.1.4 CASK shRNA和CASK scrRNA的感染效率无明显差异 | 第29页 |
3.1.5 CASK shRNA显著降低DM大鼠足底特异性DRG神经元ATP电流密度 | 第29-30页 |
3.1.6 CASK shRNA显著反转P2X2基因在DM组大鼠DRG中表达水平 | 第30-33页 |
3.1.7 CASK 和嘌呤能受体之间的相互作用 | 第33-35页 |
3.1.8 CASK shRNA显著升高了DM大鼠的痛觉行为学评分 | 第35-37页 |
第四章 讨论 | 第37-40页 |
4.1 CASK的辅转录因子作用 | 第37-38页 |
4.2 CASK的蛋白激酶功能 | 第38页 |
4.3 CASK的支架蛋白功能 | 第38-40页 |
第五章 结论 | 第40-41页 |
参考文献 | 第41-45页 |
Review | 第45-56页 |
References | 第50-56页 |
致谢 | 第56-58页 |