| 摘要 | 第4-6页 |
| Abstract | 第6-8页 |
| 引言 | 第19-21页 |
| 1 文献综述 | 第21-29页 |
| 1.1 骨骼肌的生长发育研究进展 | 第21-22页 |
| 1.2 miRNAs的研究进展 | 第22-25页 |
| 1.2.1 miRNAs的形成机理 | 第22-23页 |
| 1.2.2 miRNAs的作用机制 | 第23-24页 |
| 1.2.3 miRNAs对骨骼肌生长发育的影响 | 第24-25页 |
| 1.3 miR4325p研究进展 | 第25-26页 |
| 1.4 靶基因的研究进展 | 第26-29页 |
| 1.4.1 SORT1基因研究进展 | 第26页 |
| 1.4.2 TGFBR2基因研究进展 | 第26-27页 |
| 1.4.3 GJC1基因研究进展 | 第27页 |
| 1.4.4 BCL2基因研究进展 | 第27-29页 |
| 2 miR4325p在徐淮山羊不同发育时期、不同组织表达谱分析 | 第29-37页 |
| 2.1 实验材料与试剂 | 第29页 |
| 2.1.1 实验样品的采集 | 第29页 |
| 2.1.2 实验试剂 | 第29页 |
| 2.1.3 仪器设备 | 第29页 |
| 2.2 实验方法 | 第29-33页 |
| 2.2.1 实验引物设计 | 第30页 |
| 2.2.2 组织总RNA的提取 | 第30-31页 |
| 2.2.3 提取后RNA的质量检测 | 第31页 |
| 2.2.4 cDNA的合成 | 第31-32页 |
| 2.2.5 荧光实时定量PCR检测 | 第32-33页 |
| 2.3 实验结果 | 第33-36页 |
| 2.3.1 总RNA质量检测 | 第33-34页 |
| 2.3.2 miRNAs在徐淮山羊不同发育时期不同组织的表达差异分析 | 第34-36页 |
| 2.4 讨论 | 第36页 |
| 2.5 小结 | 第36-37页 |
| 3 miR4325p高效过表达载体的构建 | 第37-49页 |
| 3.1 实验材料与试剂 | 第37-38页 |
| 3.1.1 实验材料 | 第37页 |
| 3.1.2 实验试剂 | 第37页 |
| 3.1.3 仪器设备 | 第37-38页 |
| 3.2 实验方法 | 第38-44页 |
| 3.2.1 徐淮山羊基因组DNA提取 | 第38页 |
| 3.2.2 Pri-miR-432 序列的扩增 | 第38-40页 |
| 3.2.3 目的片段的双酶切 | 第40-41页 |
| 3.2.4 目的片段和酶切后载体的连接 | 第41-42页 |
| 3.2.5 酶连产物转到Trans1-T1感受态细胞 | 第42页 |
| 3.2.6 从菌液中抽提质粒 | 第42-43页 |
| 3.2.7 pcDNA3.1(+)-miR4325p质粒转染 293T细胞 | 第43-44页 |
| 3.3 实验结果 | 第44-46页 |
| 3.3.1 miR4325p过表达载体的构建 | 第44-46页 |
| 3.3.2 293T细胞中miR4325p表达情况 | 第46页 |
| 3.4 讨论 | 第46-47页 |
| 3.5 小结 | 第47-49页 |
| 4 miR4325p对细胞增殖的影响 | 第49-61页 |
| 4.1 实验材料与试剂 | 第49-50页 |
| 4.1.1 实验材料 | 第49页 |
| 4.1.2 实验试剂 | 第49页 |
| 4.1.3 仪器设备 | 第49-50页 |
| 4.2 实验方法 | 第50-54页 |
| 4.2.1 C2C12成肌细胞的复苏及传代培养 | 第50页 |
| 4.2.2 细胞转染 | 第50页 |
| 4.2.3 细胞总RNA提取 | 第50页 |
| 4.2.4 荧光定量PCR | 第50页 |
| 4.2.5 蛋白质提取 | 第50-51页 |
| 4.2.6 BCA蛋白浓度测定 | 第51页 |
| 4.2.7 Western blot溶液配制 | 第51-52页 |
| 4.2.8 Western Blot实验步骤 | 第52-54页 |
| 4.3 实验结果 | 第54-58页 |
| 4.3.1 C2C12正常生长状态下miR4325p及Ki67的表达趋势 | 第54-55页 |
| 4.3.2 过表达或者抑制miR4325p后C2C12的增殖情况 | 第55-58页 |
| 4.4 讨论 | 第58页 |
| 4.5 小结 | 第58-61页 |
| 5 miR4325p对C2C12细胞分化的影响 | 第61-69页 |
| 5.1 实验材料与试剂 | 第61页 |
| 5.1.1 实验试剂 | 第61页 |
| 5.1.2 仪器设备 | 第61页 |
| 5.2 实验方法 | 第61-63页 |
| 5.2.1 引物设计 | 第61-62页 |
| 5.2.2 细胞培养及诱导分化 | 第62页 |
| 5.2.3 细胞转染 | 第62页 |
| 5.2.4 细胞总RNA的提取 | 第62页 |
| 5.2.5 荧光定量PCR | 第62-63页 |
| 5.2.6 Western Blot | 第63页 |
| 5.3 实验结果 | 第63-66页 |
| 5.3.1 不同处理后分化第 4 d细胞状态 | 第63-64页 |
| 5.3.2 过表达或者抑制miR4325p后C2C12分化情况 | 第64-66页 |
| 5.4 讨论 | 第66-67页 |
| 5.5 小结 | 第67-69页 |
| 6 miR4325p靶基因的细胞学验证 | 第69-87页 |
| 6.1 实验材料与试剂 | 第69-70页 |
| 6.1.1 实验材料 | 第69页 |
| 6.1.2 实验试剂 | 第69-70页 |
| 6.1.3 仪器设备 | 第70页 |
| 6.2 实验方法 | 第70-75页 |
| 6.2.1 基因组DNA提取 | 第70页 |
| 6.2.2 miR4325p靶基因预测 | 第70页 |
| 6.2.3 候选靶基因野生型双荧光素酶载体的构建 | 第70-73页 |
| 6.2.4 突变型靶基因荧光载体的构建 | 第73-75页 |
| 6.3 靶基因验证 | 第75-78页 |
| 6.3.1 靶基因重组质粒抽提和浓度测量 | 第75页 |
| 6.3.2 293T细胞复苏和培养 | 第75页 |
| 6.3.3 293T细胞的转染 | 第75-76页 |
| 6.3.4 双荧光素酶报告基因检测 | 第76-77页 |
| 6.3.5 Western Blot验证靶向关系 | 第77-78页 |
| 6.4 实验结果 | 第78-85页 |
| 6.4.1 野生型载体的构建 | 第78-80页 |
| 6.4.2 突变型荧光载体构建 | 第80-82页 |
| 6.4.3 双荧光素酶报告基因检测结果 | 第82-85页 |
| 6.4.4 Western Blot检测结果 | 第85页 |
| 6.5 讨论 | 第85-86页 |
| 6.6 小结 | 第86-87页 |
| 7 结论与创新点 | 第87-89页 |
| 7.1 结论 | 第87-88页 |
| 7.2 创新点 | 第88-89页 |
| 附录 | 第89-91页 |
| 附录1 实验试剂和仪器 | 第89-91页 |
| 1.1 实验试剂 | 第89-90页 |
| 1.2 实验仪器 | 第90-91页 |
| 参考文献 | 第91-101页 |
| 致谢 | 第101-103页 |
| 作者简历 | 第103-105页 |
| 学位论文数据集 | 第105页 |
