| 致谢 | 第5-6页 |
| 中文摘要 | 第6-13页 |
| Abstract | 第13-22页 |
| 绪论 | 第27-30页 |
| 1 第一章 急性髓性白血病细胞分化过程中CDK2的泛素化降解及其分子机制 | 第30-58页 |
| 1.1 引言 | 第30-32页 |
| 1.2 实验材料与仪器 | 第32-36页 |
| 1.2.1 细胞株与质粒 | 第32-33页 |
| 1.2.2 药物与主要试剂 | 第33-35页 |
| 1.2.3 实验仪器 | 第35-36页 |
| 1.3 实验方法 | 第36-41页 |
| 1.3.1 细胞培养 | 第36页 |
| 1.3.2 细胞表面分化标志物CD11b检测 | 第36页 |
| 1.3.3 Western blot考察蛋白表达水平 | 第36-38页 |
| 1.3.4 实时荧光定量PCR检测基因mRNA水平变化 | 第38-39页 |
| 1.3.5 脂质体转染 | 第39页 |
| 1.3.6 免疫沉淀实验 | 第39页 |
| 1.3.7 酵母双杂交筛选E3酶实验 | 第39-40页 |
| 1.3.8 数据分析 | 第40-41页 |
| 1.4 实验结果 | 第41-55页 |
| 1.4.1 急性髓性白血病细胞分化过程中CDK2发生泛素化降解 | 第41-46页 |
| 1.4.1.1 CDK2在急性髓性白血病分化过程中蛋白水平发生特异性下降 | 第41-43页 |
| 1.4.1.2 CDK2在急性髓性白血病细胞分化过程中的下降与基因水平调控无关 | 第43-45页 |
| 1.4.1.3 CDK2在急性髓性白血病细胞分化过程中的下降依赖于泛素蛋白酶体通路降解 | 第45-46页 |
| 1.4.2 急性髓性白血病细胞分化过程中CDK2泛素化降解的的分子机制 | 第46-55页 |
| 1.4.2.1 CDK2可发生多聚泛素化修饰 | 第46-47页 |
| 1.4.2.2 CDK2泛素化降解的优先泛素化修饰位点确认 | 第47-50页 |
| 1.4.2.3 介导CDK2泛素化修饰的泛素E3连接酶寻找 | 第50-55页 |
| 1.5 讨论 | 第55-58页 |
| 2 第二章 CDK2的泛素化降解对急性髓性白血病细胞分化的作用研究 | 第58-96页 |
| 2.1 引言 | 第58-60页 |
| 2.2 实验材料与仪器 | 第60-62页 |
| 2.2.1 细胞株与质粒 | 第60页 |
| 2.2.2 药物与主要试剂 | 第60-61页 |
| 2.2.3 实验仪器 | 第61-62页 |
| 2.3 实验方法 | 第62-66页 |
| 2.3.1 细胞培养 | 第62页 |
| 2.3.2 慢病毒颗粒的包装和细胞感染 | 第62-63页 |
| 2.3.3 台盼蓝拒染法考察细胞增殖活性 | 第63页 |
| 2.3.4 急性髓性白血病细胞分化检测 | 第63页 |
| 2.3.5 Western blot考察蛋白表达水平 | 第63页 |
| 2.3.6 流式细胞术检测细胞死亡 | 第63-64页 |
| 2.3.7 采用裸鼠腋下移植瘤模型考察CDK2抑制的AML治疗作用 | 第64页 |
| 2.3.8 采用NOD-SCID小鼠白血病模型考察CDK2抑制的AML治疗作用 | 第64-65页 |
| 2.3.9 数据分析 | 第65-66页 |
| 2.4 实验结果 | 第66-93页 |
| 2.4.1 CDK2蛋白水平下降对急性髓性白血病细胞分化的影响 | 第66-79页 |
| 2.4.1.1 沉默CDK2对急性髓性白血病细胞株增殖的影响 | 第66-68页 |
| 2.4.1.2 沉默CDK2对急性髓性白血病细胞株分化的影响 | 第68-76页 |
| 2.4.1.3 沉默CDK2对急性髓性白血病病人临床样本的诱导分化作用 | 第76-79页 |
| 2.4.2 CDK2的激酶活性抑制对急性髓性白血病细胞分化的作用研究 | 第79-84页 |
| 2.4.2.1 CDK2显性失活突变体D145N参与调控AML细胞分化进程 | 第79-81页 |
| 2.4.2.2 CDK2小分子抑制剂诱导AML细胞发生分化 | 第81-84页 |
| 2.4.3 抑制CDK2诱导急性髓性白血病细胞分化的体内抗肿瘤活性研究 | 第84-93页 |
| 2.4.3.1 CDK2下降通过诱导AML细胞分化抑制裸鼠腋下移植瘤生长 | 第85-90页 |
| 2.4.3.2 CDK2下降通过诱导AML细胞分化延长NOD-SCID白血病小鼠生存时间 | 第90-93页 |
| 2.5 讨论 | 第93-96页 |
| 3 第三章 CDK2的泛素化降解调控急性髓性白血病细胞分化的分子机制探索 | 第96-125页 |
| 3.1 引言 | 第96-98页 |
| 3.2 实验材料与仪器 | 第98-100页 |
| 3.2.1 细胞株与质粒 | 第98页 |
| 3.2.2 药物与主要试剂 | 第98-99页 |
| 3.2.3 实验仪器 | 第99-100页 |
| 3.3 实验方法 | 第100-104页 |
| 3.3.1 细胞培养 | 第100页 |
| 3.3.2 慢病毒颗粒的包装和细胞感染 | 第100页 |
| 3.3.3 基因表达芯片谱 | 第100页 |
| 3.3.4 Western blot考察蛋白表达水平 | 第100页 |
| 3.3.5 免疫荧光实验 | 第100页 |
| 3.3.6 急性髓性白血病细胞分化检测 | 第100页 |
| 3.3.7 实时荧光定量PCR检测基因mRNA水平变化 | 第100-101页 |
| 3.3.8 双荧光素酶报告基因检测RARα转录活性 | 第101-102页 |
| 3.3.9 DCFDA探针结合流式细胞术检测细胞内H_2O_2水平 | 第102页 |
| 3.3.10 LC/MS/MS检测与CDK2相互结合的蛋白 | 第102页 |
| 3.3.11 体外纯化重组蛋白CDK2和PRDX2 | 第102-103页 |
| 3.3.12 体外检测PRDX2的过氧化物酶活性 | 第103-104页 |
| 3.4 实验结果 | 第104-122页 |
| 3.4.1 CDK2泛素化降解调控分化的下游网络及其关键因子寻找 | 第104-112页 |
| 3.4.1.1 沉默CDK2诱导急性髓性白血病细胞分化过程的基因表达谱分析 | 第104-107页 |
| 3.4.1.2 MAFB在CDK2调控急性髓性白血病细胞分化过程中的关键作用 | 第107-112页 |
| 3.4.2 CDK2调控急性髓性白血病细胞分化的直接作用靶点及分子机制寻找 | 第112-122页 |
| 3.4.2.1 CDK2下降诱导分化过程中对PML/RARα及RARα的影响 | 第112-114页 |
| 3.4.2.2 H_2O_2在CDK2抑制诱导AML细胞分化过程中发挥重要作用 | 第114-116页 |
| 3.4.2.3 CDK2通过直接作用PRDX2调控急性髓性白血病细胞分化过程 | 第116-122页 |
| 3.5 讨论 | 第122-125页 |
| 4 总结和展望 | 第125-127页 |
| 参考文献 | 第127-140页 |
| 综述 急性髓性白血病细胞分化调控机制研究进展 | 第140-174页 |
| 参考文献 | 第153-174页 |
| 作者简历及在学期间所取得的科研成果 | 第174-176页 |
