| 前言 | 第4-5页 |
| 中文摘要 | 第5-8页 |
| ABSTRACT | 第8-11页 |
| 主要英文缩略词表 | 第17-19页 |
| 第1章 文献综述 | 第19-37页 |
| 1.1 引言 | 第19-20页 |
| 1.2 生理性的血管新生机制 | 第20-21页 |
| 1.3 肿瘤血管新生 | 第21-22页 |
| 1.4 促血管新生因子 | 第22页 |
| 1.5 血管内皮生长因子受体的遗传背景 | 第22-23页 |
| 1.6 VEGFR1和VEGFR2的结构 | 第23-24页 |
| 1.7 由VEGFR2介导的血管新生的分子机制 | 第24页 |
| 1.8 NO对血管健康的重要性 | 第24-25页 |
| 1.9 TSP1和CD47在调控NO信号中的重要作用 | 第25-29页 |
| 1.10 TSP1通过CD47调节非NO信号对维持血管功能的重要性 | 第29-30页 |
| 1.11 TSP1结合CD47维持血管紧张度及血压并调节心脏应答 | 第30-31页 |
| 1.12 TSP1-CD47信号通路在CVD临床模型中的应用 | 第31-32页 |
| 1.13 TSP1-CD47信号通路在人类CVD中的应用 | 第32-34页 |
| 1.14 针对CD47的靶向治疗 | 第34页 |
| 1.15 总结 | 第34-37页 |
| 第2章 CD47基因缺失促进小鼠肿瘤发生及血管新生 | 第37-73页 |
| 2.1 引言 | 第37页 |
| 2.2 实验材料 | 第37-42页 |
| 2.2.1 细胞 | 第37-38页 |
| 2.2.2 动物 | 第38页 |
| 2.2.3 实验试剂 | 第38-40页 |
| 2.2.4 主要仪器及耗材 | 第40-41页 |
| 2.2.5 实验所需器材 | 第41页 |
| 2.2.6 主要试剂的配制 | 第41-42页 |
| 2.3 实验方法 | 第42-52页 |
| 2.3.1 细胞培养 | 第42-43页 |
| 2.3.2 小鼠肿瘤模型建立 | 第43页 |
| 2.3.3 肿瘤体积变化观察 | 第43页 |
| 2.3.4 肿瘤组织总RNA提取 | 第43-44页 |
| 2.3.5 RNA逆转录为cDNA | 第44-45页 |
| 2.3.6 qRT-PCR | 第45页 |
| 2.3.7 H&E染色 | 第45-46页 |
| 2.3.8 免疫组织化学染色 | 第46-47页 |
| 2.3.9 免疫组织化学染色 | 第47-48页 |
| 2.3.10 免疫组化双重染色 | 第48-49页 |
| 2.3.11 免疫荧光染色 | 第49-50页 |
| 2.3.12 结果判定 | 第50页 |
| 2.3.13 小鼠CD47~(-/-) B16细胞系构建 | 第50页 |
| 2.3.14 小鼠脑血管内皮细胞分离 | 第50-51页 |
| 2.3.15 基质胶塞实验 | 第51页 |
| 2.3.16 统计学处理 | 第51-52页 |
| 2.4 实验结果 | 第52-68页 |
| 2.4.1 CD47基因缺失促进小鼠肿瘤生长 | 第52-53页 |
| 2.4.2 CD47基因缺失减少肿瘤组织坏死形成 | 第53-54页 |
| 2.4.3 CD47基因缺失小鼠的肿瘤具有更强的血管新生能力 | 第54-58页 |
| 2.4.4 TSP1抗体拮抗后促进内皮细胞增殖 | 第58-59页 |
| 2.4.5 CD47基因缺失小鼠肿瘤上调VEGF及其受体VEGFR2表达水平 | 第59-62页 |
| 2.4.6 CD47基因缺失环境可促进肿瘤生长 | 第62-63页 |
| 2.4.7 CD47基因缺失环境可减少肿瘤坏死形成 | 第63-65页 |
| 2.4.8 CD47基因缺失环境促进肿瘤血管新生 | 第65-68页 |
| 2.4.9 CD47基因缺失环境上调VEGF及其受体VEGFR2水平 | 第68页 |
| 2.5 讨论 | 第68-73页 |
| 第3章 CD47基因缺失减少肿瘤对巨噬细胞的招募 | 第73-87页 |
| 3.1 引言 | 第73页 |
| 3.2 实验材料 | 第73-75页 |
| 3.2.1 细胞 | 第73页 |
| 3.2.2 动物 | 第73页 |
| 3.2.3 实验试剂 | 第73-74页 |
| 3.2.4 主要仪器及耗材 | 第74页 |
| 3.2.5 实验所需器材 | 第74页 |
| 3.2.6 主要试剂的配制 | 第74-75页 |
| 3.3 实验方法 | 第75-77页 |
| 3.3.1 细胞培养 | 第75页 |
| 3.3.2 小鼠肿瘤模型建立 | 第75页 |
| 3.3.3 免疫组织化学染色 | 第75页 |
| 3.3.4 免疫荧光染色 | 第75页 |
| 3.3.5 肿瘤原代细胞分离 | 第75页 |
| 3.3.6 腹腔巨噬细胞分选 | 第75-76页 |
| 3.3.7 穿膜实验 | 第76-77页 |
| 3.4 实验结果 | 第77-84页 |
| 3.4.1 CD47基因缺失小鼠的肿瘤TSP1的表达下调 | 第77-79页 |
| 3.4.2 CD47基因缺失小鼠的肿瘤招募的巨噬细胞明显减少 | 第79-80页 |
| 3.4.3 TSP1对于巨噬细胞有明显的招募作用，且与TSP1的浓度有关 | 第80-81页 |
| 3.4.4 CD47基因缺失小鼠的肿瘤原代细胞中TSP1的表达量减少 | 第81-82页 |
| 3.4.5 肿瘤环境中的TSP1可以招募巨噬细胞 | 第82-83页 |
| 3.4.6 肿瘤对巨噬细胞的招募仅与肿瘤自身环境相关 | 第83-84页 |
| 3.5 讨论 | 第84-87页 |
| 第4章 CD47基因缺失对肝脏部分切除后再生的影响 | 第87-103页 |
| 4.1 引言 | 第87页 |
| 4.2 实验材料 | 第87-88页 |
| 4.2.1 动物 | 第87页 |
| 4.2.2 实验试剂 | 第87-88页 |
| 4.2.3 主要仪器及耗材 | 第88页 |
| 4.2.4 主要试剂的配制 | 第88页 |
| 4.3 实验方法 | 第88-91页 |
| 4.3.1 小鼠部分肝脏切除模型建立 | 第88-89页 |
| 4.3.2 谷丙转氨酶测试盒测定小鼠肝功能 | 第89-91页 |
| 4.3.3 流式细胞仪分析小鼠肝脏的血管新生情况 | 第91页 |
| 4.4 实验结果 | 第91-100页 |
| 4.4.1 肝脏切除后不同时间点的新生特点 | 第91-93页 |
| 4.4.2 CD47基因缺失小鼠的肝脏新生更为明显 | 第93-94页 |
| 4.4.3 CD47基因缺失小鼠的肝脏恢复能力更强 | 第94页 |
| 4.4.4 CD47基因缺失小鼠的新生肝脏中CD31的表达量增多的更为明显 | 第94-96页 |
| 4.4.5 CD47基因缺失小鼠的新生肝脏中VEGF、VEGFR2的表达量增加的更为明显 | 第96-97页 |
| 4.4.6 新生肝脏对巨噬细胞的招募明显减少，且CD47基因缺失小鼠减少的更为明显 | 第97-98页 |
| 4.4.7 CD47基因缺失小鼠的新生肝脏中TSP1的表达量下降的更为明显 | 第98-99页 |
| 4.4.8 CD47基因缺失小鼠的新生肝脏中TNF-α 的表达量下降的更为明显 | 第99-100页 |
| 4.5 讨论 | 第100-103页 |
| 第5章 结论 | 第103-105页 |
| 参考文献 | 第105-131页 |
| 作者简介及在学期间所获得的科研成果 | 第131-132页 |
| 致谢 | 第132-133页 |
