| 摘要 | 第5-7页 |
| Abstract | 第7-9页 |
| 英文缩写词 | 第10-16页 |
| 第1章 绪论 | 第16-38页 |
| 1.1 引言 | 第16-17页 |
| 1.2 癌症的基因治疗 | 第17-18页 |
| 1.3 MiRNA 与癌症 | 第18-22页 |
| 1.4 纳米载体递送系统 | 第22-27页 |
| 1.5 刺激响应性智能纳米载体 | 第27-31页 |
| 1.6 纳米载体诊疗一体化 | 第31-36页 |
| 1.7 本文的研究内容及意义 | 第36-38页 |
| 第2章 两步法自组装制备近红外荧光“关-开”模式纳米复合材料 | 第38-50页 |
| 2.1 引言 | 第38页 |
| 2.2 实验材料 | 第38-39页 |
| 2.3 实验仪器 | 第39-40页 |
| 2.4 实验方法 | 第40-42页 |
| 2.4.1 PNDs,F-PNDs和miR-203/F-PND纳米复合物的自组装构建 | 第40页 |
| 2.4.2 PNDs，F-PNDs 和 miR-203/F-PND 粒径、电位和多分散系数的测定 | 第40-41页 |
| 2.4.3 F-PNDs 包载 Cy-5 的效率研究 | 第41页 |
| 2.4.4 纳米复合材料的红外光谱分析 | 第41页 |
| 2.4.5 纳米复合材料的荧光性质分析 | 第41页 |
| 2.4.6 MiR-203 血浆稳定性研究 | 第41页 |
| 2.4.7 MiR-203/F-PNDs在不同溶液中尺寸稳定性研究 | 第41-42页 |
| 2.4.8 MiR-203/F-PNDs体外释放Cy-5和miR-203动力学研究 | 第42页 |
| 2.4.9 数据统计学分析 | 第42页 |
| 2.5 结果与讨论 | 第42-49页 |
| 2.5.1 PNDs,F-PNDs和miR-203/F-PNDs的制备和表征 | 第42-44页 |
| 2.5.2 F-PNDs包载不同质量Cy-5的效率 | 第44-45页 |
| 2.5.3 MiR-203/F-PNDs光学性质表征 | 第45-46页 |
| 2.5.4 琼脂糖凝胶电泳实验验证miR-203/F-PNDs包载miR-203 | 第46页 |
| 2.5.5 MiR-203/F-PNDs中miR-203在血浆中的稳定性研究 | 第46-47页 |
| 2.5.6 MiR-203/F-PNDs在不同溶剂中的尺寸稳定性研究 | 第47-48页 |
| 2.5.7 MiR-203/F-PNDs中miR-203和Cy-5分子的释放动力学研究 | 第48-49页 |
| 2.5.8 MiR-203/F-PNDs在胰蛋白酶作用下荧光“关-开”性能分析 | 第49页 |
| 2.6 本章小结 | 第49-50页 |
| 第3章 近红外荧光“关-开”的miR-203/F-PNDs用于食道癌的荧光成像与治疗 | 第50-66页 |
| 3.1 引言 | 第50-51页 |
| 3.2 主要药品及试剂 | 第51页 |
| 3.3 实验细胞及动物 | 第51页 |
| 3.4 实验仪器 | 第51-52页 |
| 3.5 实验方法 | 第52-56页 |
| 3.5.1 细胞培养 | 第52页 |
| 3.5.2 Ec-109细胞转染miR-203/F-PNDs后的荧光情况 | 第52页 |
| 3.5.3 CCK-8 法测定 F-PNDs 的细胞毒性 | 第52页 |
| 3.5.4 激光共聚焦显微镜观察miR-203/F-PND进入细胞的能力及在细胞内的分布 | 第52-53页 |
| 3.5.5 Real-TimePCR检测细胞转染miR-203/F-PNDs后miR-203的表达水平 | 第53页 |
| 3.5.6 纳米材料体内外生物相容性评价 | 第53页 |
| 3.5.7 细胞增殖实验 | 第53-54页 |
| 3.5.8 Ec-109食道癌皮下异植荷瘤裸鼠模型的建立 | 第54页 |
| 3.5.9 体内荧光成像与生物分布研究 | 第54页 |
| 3.5.10 肿瘤组织冰冻切片 | 第54-55页 |
| 3.5.11 MiR-203/F-PNDs的体内抑瘤实验 | 第55页 |
| 3.5.12 检测肿瘤组织中Bcl-2蛋白的表达水平 | 第55页 |
| 3.5.13 H&E和TUNEL染色法检测肿瘤组织中细胞的凋亡情况 | 第55页 |
| 3.5.14 H&E染色法检测脏器组织中细胞的情况 | 第55页 |
| 3.5.15 数据统计学分析 | 第55-56页 |
| 3.6 结果与讨论 | 第56-65页 |
| 3.6.1 MiR-203/F-PNDs的细胞内摄及荧光成像研究 | 第56-57页 |
| 3.6.2 转染MiR-203/F-PNDs的细胞生物学研究 | 第57-58页 |
| 3.6.3 F-PNDs的体内生物相容性研究 | 第58-59页 |
| 3.6.4 体内纳米粒子的生物分布及代谢清除 | 第59-60页 |
| 3.6.5 MiR-203/F-PNDs的活体荧光成像研究 | 第60-62页 |
| 3.6.6 MiR-203/F-PNDs的体内抗肿瘤能力评价 | 第62-65页 |
| 3.7 本章小结 | 第65-66页 |
| 第4章 具有谷胱甘肽响应的聚电解质纳米基因载体的设计与构建 | 第66-86页 |
| 4.1 引言 | 第66-67页 |
| 4.2 实验材料与试剂 | 第67-68页 |
| 4.3 实验仪器 | 第68页 |
| 4.4 实验方法 | 第68-72页 |
| 4.4.1 羧甲基葡聚糖(CMD)的合成与鉴定 | 第68-69页 |
| 4.4.2 BNs,MINs和CMINS的设计和构建 | 第69页 |
| 4.4.3 聚电解质纳米复合物的水合粒径、表明电位以及多分散系数的表征 | 第69页 |
| 4.4.4 MINs包载ICG和miR-34a效率研究 | 第69-70页 |
| 4.4.5 MINs和CMINs的离子稳定性能研究 | 第70页 |
| 4.4.6 CMINs在不同GSH浓度下的解离动力学分析 | 第70页 |
| 4.4.7 荧光性质分析 | 第70页 |
| 4.4.8 CMINs的蛋白吸附性能研究 | 第70-71页 |
| 4.4.9 琼脂糖凝胶电泳验证CMINs包载miR-34a的能力 | 第71页 |
| 4.4.10 CMINs保护miR-34a免受核酸酶降解实验 | 第71页 |
| 4.4.11 CMINs在不同溶液中的稳定性研究 | 第71页 |
| 4.4.12 CMINs体外释放ICG和Cy-3-miR-34a动力学研究 | 第71-72页 |
| 4.4.13 数据统计学分析 | 第72页 |
| 4.5 结果与讨论 | 第72-85页 |
| 4.5.1 多肽和CMD的合成与表征 | 第72-74页 |
| 4.5.2 S-Arg4-CMD聚电解质纳米复合物（BNs）的设计、构建、优化和表征 | 第74-76页 |
| 4.5.3 同时包载ICG和miR-34a聚电解质纳米复合物(MINs)的构建、优化和表征 | 第76-77页 |
| 4.5.4 分子间交联的聚电解质纳米复合物(CMINs)的构建和表征 | 第77-78页 |
| 4.5.5 琼脂糖凝胶电泳实验验证miR-34a在CMINs中的稳定性 | 第78-79页 |
| 4.5.6 CMINs在不同分散溶剂中的稳定性研究 | 第79-80页 |
| 4.5.7 CMINs的蛋白吸附性能研究 | 第80页 |
| 4.5.8 CMINs的光学性质表征 | 第80-81页 |
| 4.5.9 CMINs在不同氧化还原环境下的理化性质表征 | 第81-83页 |
| 4.5.10 CMINs在不同氧化还原环境下ICG和miR-34a的释放行为 | 第83-84页 |
| 4.5.11 CMINs在不同氧化还原环境下光学性质研究 | 第84页 |
| 4.5.12 CMINs具备的荧光“OFF-ON”转换模拟miR-34a的释放水平 | 第84-85页 |
| 4.6 本章小结 | 第85-86页 |
| 第5章 CMINs荧光可激活特性实时模拟miR-34a递送和实现精准肿瘤成像 | 第86-110页 |
| 5.1 引言 | 第86-87页 |
| 5.2 主要药品及试剂 | 第87-88页 |
| 5.3 实验细胞株 | 第88页 |
| 5.4 实验动物 | 第88页 |
| 5.5 实验仪器 | 第88-89页 |
| 5.6 实验方法 | 第89-96页 |
| 5.6.1 CCK-8法测定纳米材料的毒性 | 第89页 |
| 5.6.2 流式细胞仪测定细胞摄取CMINs的能力 | 第89页 |
| 5.6.3 激光共聚焦显微镜观察CMINs进入细胞的能力及在细胞内的分布情况 | 第89-90页 |
| 5.6.4 qRT-PCR测定CMINs递送及调控细胞内miR-34a水平的能力 | 第90页 |
| 5.6.5 细胞摄取CMINs后ICG荧光的与miR-34a表达水平的线性模拟 | 第90页 |
| 5.6.6 流式细胞法测定CMINs递送miR-34a进入HepG-2细胞后对凋亡的影响 | 第90页 |
| 5.6.7 Trans-well穿孔和划线实验测定CMINs递送miR-34a进入HepG-2细胞后对迁移的影响 | 第90-91页 |
| 5.6.8 CCK-8法测定CMINs递送miR-34a进入HepG-2细胞后对增殖的影响 | 第91页 |
| 5.6.9 qRT-PCR检测miR-34a下游靶基因mRNA表达水平 | 第91-92页 |
| 5.6.10 Western-blot检测miR-34a下游靶基因蛋白表达水平 | 第92页 |
| 5.6.11 体外溶血实验分析CMINs的血液相容性 | 第92-93页 |
| 5.6.12 皮下异植荷瘤裸鼠模型的建立 | 第93页 |
| 5.6.13 小动物活体成像实验 | 第93-94页 |
| 5.6.14 活体水平进行ICG荧光与miR-34a表达水平的线性模拟 | 第94页 |
| 5.6.15 CMINs体内抗肿瘤效果研究 | 第94页 |
| 5.6.16 小鼠存活率实验 | 第94-95页 |
| 5.6.17 检测肿瘤组织中miR-34a及其靶蛋白的表达水平 | 第95页 |
| 5.6.18 H&E染色法对主要脏器中进行组织学分析 | 第95页 |
| 5.6.19 CMINs生物安全性研究 | 第95页 |
| 5.6.20 数据统计学分析 | 第95-96页 |
| 5.7 结果与讨论 | 第96-108页 |
| 5.7.1 细胞摄取CMINs及细胞内荧光成像能力 | 第96-97页 |
| 5.7.2 细胞摄取CMINs后生物学效应 | 第97-99页 |
| 5.7.3 CMINs在有血清环境下的基因调控效率 | 第99-100页 |
| 5.7.4 瘤内注射CMINs对肿瘤的成像及miR-34a调控能力的模拟 | 第100-102页 |
| 5.7.5 尾静脉注射研究CMINs对肿瘤的荧光成像及miR-34a调控能力的模拟 | 第102-105页 |
| 5.7.6 CMINs在体内具备较好地抗肿瘤效果 | 第105-108页 |
| 5.8 本章小结 | 第108-110页 |
| 结论 | 第110-112页 |
| 参考文献 | 第112-124页 |
| 攻读博士学位期间学术成果和获奖情况 | 第124-128页 |
| 致谢 | 第128页 |
