摘要 | 第4-6页 |
ABSTRACT | 第6-8页 |
英文缩略词表 | 第12-14页 |
前言 | 第14-16页 |
1 材料 | 第16-26页 |
1.1 实验细胞和菌株 | 第16页 |
1.2 实验动物 | 第16页 |
1.3 主要试剂与材料 | 第16-17页 |
1.4 主要试剂配制 | 第17-24页 |
1.4.1 纯化 DR5 蛋白所用试剂 | 第17-19页 |
1.4.2 ELISA 所用试剂配制 | 第19页 |
1.4.3 分子实验材料和试剂 | 第19-20页 |
1.4.4 蛋白电泳所用溶液的配制 | 第20-24页 |
1.5 实验仪器 | 第24-26页 |
2 实验方法 | 第26-40页 |
2.1 细胞培养 | 第26页 |
2.1.1 细胞的复苏 | 第26页 |
2.1.2 细胞培养 | 第26页 |
2.1.3 细胞的冻存 | 第26页 |
2.2 质粒稳定转染 | 第26-27页 |
2.3 分子克隆与质粒载体的构建 | 第27-28页 |
2.4 酶切和连接 | 第28页 |
2.5 转化 | 第28-29页 |
2.6 BCA 法测浓度 | 第29页 |
2.7 裂解细胞收蛋白 | 第29页 |
2.8 免疫印迹(Western blot)步骤 | 第29-30页 |
2.9 细胞周期的同步化--Thymidine 双阻断释放同步化法 | 第30-31页 |
2.10 流式细胞仪检测细胞膜表面 DR5 的表达 | 第31页 |
2.11 免疫组化步骤 | 第31-32页 |
2.12 RNA 的提取 | 第32页 |
2.13 反转录步骤 | 第32-33页 |
2.14 RT-PCR 步骤 | 第33页 |
2.15 流式细胞术检测细胞周期步骤 | 第33-34页 |
2.16 人可溶性死亡受体 5(soluble DR5,sDR5)的制备 | 第34-35页 |
2.16.1 培养酵母菌,收集上清 | 第34页 |
2.16.2 亲和层析法纯化 sDR5 | 第34-35页 |
2.16.3 sDR5 的超滤和去内毒素 | 第35页 |
2.17 酶联免疫吸附法(ELISA) | 第35-36页 |
2.18 单克隆抗体的制备 | 第36-39页 |
2.18.1 动物免疫 | 第36页 |
2.18.2 取滋养层细胞 | 第36-37页 |
2.18.3 细胞融合 | 第37-38页 |
2.18.4 杂交瘤特异性筛选 | 第38页 |
2.18.5 制备及纯化抗 DR5 抗体腹水 | 第38-39页 |
2.19 FITC-Annexin V/PI 双色标记法流式细胞仪测定细胞凋亡 | 第39页 |
2.20 所使用统计学方法 | 第39-40页 |
3 实验结果 | 第40-54页 |
3.1 抗 DR5 单克隆抗体的制备 | 第40-43页 |
3.1.1 纯化的 sDR5 蛋白表观分子量 | 第40页 |
3.1.2 杂交瘤细胞株的建立及抗 DR5 单克隆抗体纯化 | 第40-43页 |
3.2 不同细胞周期时相对 DR5 表达分布的影响 | 第43-49页 |
3.2.1 Thymidine 双阻断释放同步化法获得不同周期时相的细胞 | 第43-44页 |
3.2.2 不同细胞周期时相的 DR5 表达 | 第44-48页 |
3.2.2.1 FCM 检测不同周期时相 DR5 的表达 | 第44-45页 |
3.2.2.2 免疫组化检测不同细胞周期时相 DR5 表达分布 | 第45-46页 |
3.2.2.3 Western blot 检测不同细胞周期时相 DR5 表达 | 第46-47页 |
3.2.2.4 RT-PCR 检测不同细胞周期时相的 DR5 表达 | 第47-48页 |
3.2.3 不同细胞周期时相的细胞凋亡的敏感性分析 | 第48-49页 |
3.2.3.1 FCM 检测 EC109 细胞周期各个时相凋亡情况 | 第48-49页 |
3.3 细胞的生长形态对 DR5 表达分布的影响 | 第49-54页 |
3.3.1 免疫组化检测 DR5 的分布结果 | 第49-50页 |
3.3.2 重组载体转染至 EC109 中的 DR5 表达分布 | 第50-54页 |
3.3.2.1 重组载体 GFP-DR5 的构建 | 第50-52页 |
3.3.2.2 GFP-DR5 融合蛋白在不同形态的细胞中的表达分布 | 第52-54页 |
4 讨论 | 第54-58页 |
5 结论 | 第58-60页 |
参考文献 | 第60-62页 |
文献综述 | 第62-81页 |
综述参考文献 | 第76-81页 |
致谢 | 第81-82页 |