| 中文摘要 | 第8-10页 |
| Abstract | 第10-12页 |
| 前言 | 第13-15页 |
| 第一章 PF40太子参多糖体外降糖途径研究 | 第15-37页 |
| 第一节 PF40太子参多糖对HepG2细胞的葡萄糖消耗作用的影响 | 第15-23页 |
| 1 实验材料 | 第15-16页 |
| 1.1 细胞株 | 第15-16页 |
| 1.2 仪器 | 第16页 |
| 1.3 试剂 | 第16页 |
| 2 实验方法 | 第16-19页 |
| 2.1 细胞培养及操作流程 | 第16-17页 |
| 2.2 相关试剂的配制 | 第17页 |
| 2.2.1 太子参多糖溶液的配制 | 第17页 |
| 2.2.2 罗格列酮溶液的配制 | 第17页 |
| 2.3 PF40太子参多糖对HepG2细胞葡萄糖消耗活性的影响 | 第17-19页 |
| 2.3.1 不同浓度PF40太子参多糖对细胞葡萄糖消耗活性的影响 | 第17-18页 |
| 2.3.2 不同浓度血清对细胞葡萄糖消耗活性的影响 | 第18页 |
| 2.3.3 太子参多糖不同作用时间对细胞葡萄糖消耗活性的影响 | 第18页 |
| 2.3.4 培养液中不同葡萄糖浓度对细胞葡萄糖消耗活性的影响 | 第18页 |
| 2.3.5 葡萄糖消耗量检测 | 第18-19页 |
| 3 实验条件的选择 | 第19-21页 |
| 3.1 不同浓度血清对细胞葡萄糖消耗活性的影响 | 第19-20页 |
| 3.2 太子参多糖不同作用时间对细胞葡萄糖消耗活性的影响 | 第20页 |
| 3.3 培养液中不同葡萄糖浓度对细胞葡萄糖消耗活性的影响 | 第20-21页 |
| 4 测定结果 | 第21-22页 |
| 5 结论 | 第22-23页 |
| 第二节 PF40太子参多糖对HepG2细胞的葡萄糖转运作用的影响 | 第23-29页 |
| 1 实验材料 | 第23-24页 |
| 1.1 细胞株 | 第23页 |
| 1.2 仪器 | 第23页 |
| 1.3 试剂 | 第23-24页 |
| 2 实验方法 | 第24-26页 |
| 2.1 细胞培养及操作流程 | 第24-25页 |
| 2.2 相关试剂的配制 | 第25页 |
| 2.3 葡萄糖转运检测 | 第25-26页 |
| 3 结果 | 第26-28页 |
| 4 结论 | 第28-29页 |
| 第三节 PF40太子参多糖对Ins-1细胞胰岛素分泌作用的影响 | 第29-37页 |
| 1 实验材料 | 第29-30页 |
| 1.1 细胞株 | 第29页 |
| 1.2 仪器 | 第29页 |
| 1.3 试剂 | 第29-30页 |
| 2 实验方法 | 第30-33页 |
| 2.1 细胞培养及操作流程 | 第30-31页 |
| 2.2 相关试剂的配制 | 第31页 |
| 2.3 太子参多糖对Ins-1细胞的胰岛素分泌活性的影响 | 第31-33页 |
| 2.3.1 不同浓度太子参多糖对细胞胰岛素分泌活性的影响 | 第31-32页 |
| 2.3.2 太子参多糖不同作用时间对细胞胰岛素分泌活性的影响 | 第32页 |
| 2.3.3 胰岛素检测 | 第32-33页 |
| 3 实验条件的选择 | 第33-34页 |
| 3.1 PF40太子参多糖不同作用时间对细胞胰岛素分泌活性的影响 | 第33-34页 |
| 4 测定结果 | 第34-35页 |
| 5 结论 | 第35页 |
| 6 本章小结 | 第35-37页 |
| 第二章 太子参均一多糖在模拟胃肠液中的稳定性研究 | 第37-42页 |
| 1 实验材料 | 第37页 |
| 1.1 仪器 | 第37页 |
| 2 实验方法 | 第37-38页 |
| 2.1 人工胃液的配制 | 第37页 |
| 2.2 人工肠液的配制 | 第37-38页 |
| 2.3 色谱条件的选择 | 第38页 |
| 2.4 太子参均一多糖体外消化 | 第38页 |
| 2.4.1 太子参均一多糖在体外模拟胃液中的消化 | 第38页 |
| 2.4.2 太子参均一多糖在体外模拟肠液中的消化 | 第38页 |
| 3 结果 | 第38-41页 |
| 3.1 多糖经过人工胃液消化后的HPGPC图谱 | 第38-40页 |
| 3.2 多糖经过人工肠液消化后的HPGPC图谱 | 第40-41页 |
| 4 结论 | 第41-42页 |
| 第三章 太子参均一多糖体外递药轨迹研究 | 第42-67页 |
| 第一节 Caco-2单层细胞模型的建立与评价 | 第42-48页 |
| 1 实验材料 | 第42-43页 |
| 1.1 细胞株 | 第42页 |
| 1.2 仪器 | 第42页 |
| 1.3 试剂 | 第42-43页 |
| 2 实验方法 | 第43-46页 |
| 2.1 细胞培养及操作流程 | 第43-44页 |
| 2.2 Caco-2细胞模型的验证 | 第44-46页 |
| 2.2.1 Caco-2细胞单细胞层检测 | 第44-45页 |
| 2.2.2 Caco-2细胞跨膜电阻测定 | 第45-46页 |
| 3 结果 | 第46页 |
| 4 结论 | 第46-48页 |
| 第二节 太子参均一多糖在Caco-2细胞模型转运吸收的研究 | 第48-54页 |
| 1 实验材料 | 第48页 |
| 1.1 细胞株 | 第48页 |
| 1.2 仪器 | 第48页 |
| 1.3 试剂 | 第48页 |
| 2 实验方法 | 第48-52页 |
| 2.1 细胞培养 | 第49页 |
| 2.2 接种细胞 | 第49页 |
| 2.3 检测Caco-2单细胞层的完整性 | 第49页 |
| 2.4 太子参均一多糖双向转运实验 | 第49-51页 |
| 2.5 样品检测 | 第51-52页 |
| 2.6 表观渗透系数的计算 | 第52页 |
| 3 结果 | 第52页 |
| 4 结论 | 第52-54页 |
| 第三节 P-gp抑制剂维拉帕米对太子参均一多糖转运影响的考察 | 第54-59页 |
| 1 实验材料 | 第54-55页 |
| 1.1 细胞株 | 第54页 |
| 1.2 仪器 | 第54页 |
| 1.3 试剂 | 第54-55页 |
| 2 实验方法 | 第55-57页 |
| 2.1 细胞培养 | 第55页 |
| 2.2 接种细胞 | 第55页 |
| 2.3 检测Caco-2单细胞层的完整性 | 第55-56页 |
| 2.4 维拉帕米对太子参均一多糖转运影响的考察 | 第56页 |
| 2.5 样品检测 | 第56页 |
| 2.6 表观渗透系数的计算 | 第56-57页 |
| 3 结果 | 第57页 |
| 4 结论 | 第57-59页 |
| 第四节 Caco-2细胞对太子参均一多糖内吞途径的探究 | 第59-67页 |
| 1 实验材料 | 第59页 |
| 1.1 细胞株 | 第59页 |
| 1.2 仪器 | 第59页 |
| 1.3 试剂 | 第59页 |
| 2 实验方法 | 第59-61页 |
| 2.1 细胞培养 | 第60页 |
| 2.2 接种细胞 | 第60页 |
| 2.3 给药分组 | 第60-61页 |
| 2.4 样品检测 | 第61页 |
| 3 结果 | 第61-63页 |
| 3.1 PHP-G多糖内吞途径结果 | 第61-62页 |
| 3.2 PHP-H多糖内吞途径结果 | 第62-63页 |
| 4 讨论 | 第63-64页 |
| 5 本章小结 | 第64-67页 |
| 结论 | 第67-69页 |
| 参考文献 | 第69-71页 |
| 附录 | 第71-72页 |
| 致谢 | 第72-73页 |
| 文献综述 | 第73-78页 |
| 参考文献 | 第75-78页 |
| 作者简历 | 第78页 |
