| 缩略语表 | 第8-9页 |
| 中文摘要 | 第9-15页 |
| ABSTRACT | 第15-21页 |
| 前言 | 第22-24页 |
| 文献回顾 | 第24-47页 |
| 一、稳态是维持椎间盘正常生理功能的重要基础 | 第24-31页 |
| 1 正常椎间盘的生理结构及特点 | 第24-26页 |
| 1.1 髓核 | 第24-25页 |
| 1.2 纤维环 | 第25页 |
| 1.3 软骨终板 | 第25-26页 |
| 2 正常椎间盘存在多个生理稳态 | 第26-31页 |
| 2.1 免疫稳态 | 第26-27页 |
| 2.1.1 椎间盘是一个免疫赦免器官 | 第26页 |
| 2.1.2 FasL在椎间盘免疫稳态维持中发挥重要作用 | 第26-27页 |
| 2.2 细胞稳态 | 第27-29页 |
| 2.2.1 椎间盘细胞稳态呈动态平衡 | 第27-28页 |
| 2.2.2 细胞表型和数量稳态是椎间盘功能的重要保障 | 第28页 |
| 2.2.3 CK8在髓核细胞结构稳态中的潜在作用 | 第28-29页 |
| 2.3 细胞外基质稳态 | 第29页 |
| 2.3.1 细胞外基质稳态是维持椎间盘正常生理功能的直接保障 | 第29页 |
| 2.3.2 细胞外基质在椎间盘不同解剖结构中的组成特点 | 第29页 |
| 2.4 营养稳态 | 第29-30页 |
| 2.5 氧稳态 | 第30-31页 |
| 2.5.1 髓核中的氧稳态 | 第30-31页 |
| 2.5.2 纤维环中的氧稳态 | 第31页 |
| 二、稳态失衡是导致IDD的重要原因 | 第31-37页 |
| 1 IDD的病理过程及特点 | 第31-32页 |
| 2 导致椎间盘稳态失衡的内外因素 | 第32-37页 |
| 2.1 遗传因素是椎间盘稳态失衡的重要内因 | 第32-33页 |
| 2.2 生物力学改变是椎间盘稳态失衡的重要外因 | 第33-35页 |
| 2.2.1 正常椎间盘的力学环境 | 第33页 |
| 2.2.2 非生理应力可诱发椎间盘稳态失衡 | 第33-35页 |
| 2.2.2.1 非生理应力可通过破坏椎间盘结构引发免疫稳态失衡 | 第33-34页 |
| 2.2.2.2 非生理应力可通过诱导髓核细胞凋亡引发椎间盘细胞稳态失衡 | 第34页 |
| 2.2.2.3 非生理应力可引发椎间盘细胞外基质稳态失衡 | 第34-35页 |
| 2.2.2.4 非生理应力可通过影响渗透作用破坏椎间盘营养稳态和氧稳态 | 第35页 |
| 2.3 年龄及衰老是椎间盘稳态失衡的重要影响因素 | 第35-36页 |
| 2.4 其他导致椎间盘稳态失衡的因素 | 第36-37页 |
| 三、稳态重构是IDD治疗及椎间盘再生的重要途径 | 第37-46页 |
| 1 免疫调控是椎间盘稳态重构中的重要方法 | 第37-39页 |
| 1.1 免疫反应在椎间盘免疫稳态中角色复杂 | 第37-38页 |
| 1.2 免疫稳态重构对IDD及相关神经痛具有潜在治疗意义 | 第38-39页 |
| 2 生物材料是椎间盘稳态重构中的重要支撑 | 第39-43页 |
| 2.1 用于椎间盘再生中的支架材料 | 第39-41页 |
| 2.1.1 髓核 | 第39-41页 |
| 2.1.2 纤维环 | 第41页 |
| 2.2 生物材料在椎间盘稳态重构中的重要作用 | 第41-42页 |
| 2.3 PFTBA在椎间盘氧稳态重构中的作用 | 第42-43页 |
| 2.3.1 PFTBA在血液、骨及外周神经组织工程学中的研究 | 第42-43页 |
| 2.3.2 PFTBA可作为椎间盘氧浓度调节因子 | 第43页 |
| 3 干细胞治疗是椎间盘稳态重构的重要选择 | 第43-46页 |
| 3.1 干细胞可在多方面进行椎间盘稳态重构 | 第43-45页 |
| 3.1.1 干细胞是椎间盘细胞稳态重构的重要种子细胞 | 第43-44页 |
| 3.1.2 干细胞是椎间盘细胞外基质稳态重构的重要调节因子 | 第44页 |
| 3.1.3 干细胞在椎间盘免疫稳态重构中发挥潜在作用 | 第44-45页 |
| 3.2 干细胞在IDD的临床治疗中已经初见疗效 | 第45页 |
| 3.3 ADSCs在椎间盘稳态重构中的相关研究及意义 | 第45-46页 |
| 3.4 干细胞在椎间盘稳态重构面临的挑战和问题 | 第46页 |
| 四、科学疑问的提出 | 第46-47页 |
| 第一部分 椎间盘免疫稳态中FASL对维持无血管化的作用研究 | 第47-57页 |
| 1 材料 | 第47-48页 |
| 1.1 实验材料 | 第47-48页 |
| 1.2 实验仪器 | 第48页 |
| 2 方法 | 第48-50页 |
| 2.1 髓核获取 | 第48页 |
| 2.2 髓核细胞和HMEC-1 细胞培养 | 第48页 |
| 2.3 慢病毒构建和转染上调髓核细胞FasL表达 | 第48-49页 |
| 2.4 髓核细胞培养液sFasL表达检测 | 第49页 |
| 2.5 髓核细胞与HMEC-1 细胞共培养模型建立 | 第49-50页 |
| 2.6 HMEC-1 细胞流式凋亡检测 | 第50页 |
| 2.7 Western Blot检测Fas及相关凋亡通路表达 | 第50页 |
| 2.8 统计分析 | 第50页 |
| 3 结果 | 第50-54页 |
| 3.1 构建慢病毒可上调髓核细胞FasL表达 | 第50-51页 |
| 3.2 髓核细胞表达的FasL可通过共培养诱导HMEC-1 细胞凋亡 | 第51-52页 |
| 3.3 可溶性FasL（sFasL）在髓核细胞培养液中有阳性表达 | 第52-53页 |
| 3.4 HMEC-1 细胞在与髓核细胞共培养后Fas及相关凋亡通路表达增高 | 第53-54页 |
| 4 讨论 | 第54-56页 |
| 5 结论 | 第56-57页 |
| 第二部分 椎间盘细胞稳态中CK8在髓核细胞中的表型与降解机制研究 | 第57-71页 |
| 1 材料 | 第57-58页 |
| 1.1 实验试剂 | 第57-58页 |
| 1.2 实验仪器 | 第58页 |
| 2 方法 | 第58-62页 |
| 2.1 髓核获取 | 第58-59页 |
| 2.2 椎间盘细胞分离与培养 | 第59页 |
| 2.3 髓核细胞压力培养 | 第59页 |
| 2.4 Western Blot检测CK8与磷酸化CK8在髓核中的表达 | 第59页 |
| 2.5 免疫共沉淀反应检测可溶性CK8表达 | 第59-60页 |
| 2.6 组织切片及免疫荧光染色 | 第60页 |
| 2.7 PKC活性检测 | 第60-61页 |
| 2.8 rt-PCR反应 | 第61-62页 |
| 2.9 统计分析 | 第62页 |
| 3 结果 | 第62-68页 |
| 3.1 CK8在正常髓核细胞中表达高于退变髓核细胞，磷酸化CK8表现出相反的趋势 | 第62-64页 |
| 3.2 压力培养可诱导髓核细胞中CK8表达下降 | 第64-65页 |
| 3.3 压力培养可激活髓核细胞蛋白激酶C（PKC）表达 | 第65-66页 |
| 3.4 PKC介导髓核细胞CK8磷酸化和降解 | 第66-68页 |
| 4 讨论 | 第68-70页 |
| 5 结论 | 第70-71页 |
| 第三部分 椎间盘氧稳态维持中PFTBA对髓核再生的体外和体内研究 | 第71-90页 |
| 1 材料 | 第71-72页 |
| 1.1 实验材料 | 第71-72页 |
| 1.2 实验设备 | 第72页 |
| 2 方法 | 第72-78页 |
| 2.1 PFTBA复合藻酸盐凝胶制作 | 第72-73页 |
| 2.2 膨胀系数与降解系数检测 | 第73页 |
| 2.3 材料氧释放系数检测 | 第73页 |
| 2.4 材料扫描电镜分析 | 第73-74页 |
| 2.5 髓核细胞分离与培养 | 第74页 |
| 2.6 髓核细胞在PFTBA复合藻酸盐凝胶中的 2D与 3D培养 | 第74-75页 |
| 2.7 细胞Live/dead检测 | 第75页 |
| 2.8 细胞活性与细胞计数分析 | 第75页 |
| 2.9 RT-PCR | 第75-76页 |
| 2.10 免疫荧光染色 | 第76页 |
| 2.11 Western blot检测 | 第76页 |
| 2.12 GAG/DNA检测 | 第76页 |
| 2.13 动物IDD模型建立及材料应用 | 第76-77页 |
| 2.14 动物椎间盘影像学检测 | 第77页 |
| 2.15 动物椎间盘组织学检测 | 第77-78页 |
| 2.16 动物标本免疫荧光染色 | 第78页 |
| 2.17 统计学分析 | 第78页 |
| 3 结果 | 第78-87页 |
| 3.1 PFTBA对藻酸盐凝胶相关物理性质无显著影响 | 第78-79页 |
| 3.2 PFTBA可增加藻酸盐凝胶显微孔径 | 第79-80页 |
| 3.3 无氧培养的髓核细胞在PFTBA复合藻酸盐凝胶中的增殖和活性增加 | 第80-81页 |
| 3.4 PFTBA可保护髓核细胞在无氧藻酸盐凝胶中存活率 | 第81-82页 |
| 3.5 PFTBA可增加无氧培养髓核细胞的细胞外基质表达 | 第82-84页 |
| 3.6 PFTBA对髓核细胞标记物表达几乎无影响 | 第84-85页 |
| 3.7 2.5%PFTBA复合藻酸盐凝胶可缓解动物模型中IDD进程 | 第85-87页 |
| 4 讨论 | 第87-89页 |
| 5 结论 | 第89-90页 |
| 第四部分 脂肪干细胞在椎间盘稳态重构中的作用研究 | 第90-119页 |
| 实验一 接触性共培养对脂肪干细胞在椎间盘细胞稳态重构的作用研究 | 第90-101页 |
| 1 材料 | 第90页 |
| 1.1 实验材料 | 第90页 |
| 1.2 实验设备 | 第90页 |
| 2 方法 | 第90-93页 |
| 2.1 组织获取 | 第90-91页 |
| 2.2 髓核细胞分离与培养 | 第91页 |
| 2.3 ADSCs分离与培养 | 第91页 |
| 2.4 流式细胞仪ADSCs鉴定 | 第91-92页 |
| 2.5 接触性共培养及流式分选 | 第92页 |
| 2.6 RT-PCR | 第92-93页 |
| 2.7 统计分析 | 第93页 |
| 3 结果 | 第93-98页 |
| 3.1 ADSCs标记检测结果 | 第93-94页 |
| 3.2 接触性共培养与细胞分离 | 第94-95页 |
| 3.3 ADSCs在共培养后向髓核细胞的表型分化 | 第95-97页 |
| 3.4 ADSCs在与髓核细胞共培养后，相关生长因子表达升高 | 第97页 |
| 3.5 ADSCs可恢复退变髓核细胞的部分功能活性 | 第97-98页 |
| 4 讨论 | 第98-100页 |
| 5 结论 | 第100-101页 |
| 实验二 ADSCs与髓核细胞共培养后microRNA芯片分析 | 第101-106页 |
| 1 材料及设备 | 第101页 |
| 2 方法 | 第101-102页 |
| 2.1 标本收集 | 第101页 |
| 2.2 RNA分离 | 第101页 |
| 2.3 miRNA分析 | 第101-102页 |
| 2.4 统计学分析 | 第102页 |
| 3 结果 | 第102-104页 |
| 3.1 RNA质检结果提示RNA合格 | 第102页 |
| 3.2 ADSCs与髓核细胞共培养后miRNA的差异表达 | 第102-104页 |
| 4 讨论 | 第104-105页 |
| 5 结论 | 第105-106页 |
| 实验三 压力环境下ADSCs对椎间盘稳态保护作用的研究 | 第106-119页 |
| 1 材料 | 第106-107页 |
| 1.1 实验材料 | 第106页 |
| 1.2 实验设备 | 第106-107页 |
| 2 方法 | 第107-109页 |
| 2.1 组织获取及髓核细胞分离与培养 | 第107页 |
| 2.2 ADSCs分离与培养及其流式鉴定 | 第107页 |
| 2.3 细胞非接触共培养 | 第107页 |
| 2.4 压力培养 | 第107页 |
| 2.5 流式凋亡检测 | 第107页 |
| 2.6 Caspase -8, -9,-3 检测 | 第107页 |
| 2.7 Live/Dead检测 | 第107-108页 |
| 2.8 扫描电镜检测 | 第108页 |
| 2.9 RT-PCR | 第108-109页 |
| 2.10 免疫荧光染色 | 第109页 |
| 2.11 统计分析 | 第109页 |
| 3 结果 | 第109-115页 |
| 3.1 脂肪干细胞鉴定 | 第109页 |
| 3.2 ADSCs可保护髓核细胞由高压培养引起的细胞凋亡 | 第109-111页 |
| 3.3 ADSCs可提高髓核细胞在高压培养环境中细胞外基质合成 | 第111-112页 |
| 3.4 ADSCs对髓核细胞中细胞外基质降解相关酶的表达影响 | 第112-113页 |
| 3.5 ADSCs可抑制高压培养髓核细胞中炎性因子的表达 | 第113-114页 |
| 3.6 ADSCs对髓核细胞特异性标记物表达的影响 | 第114-115页 |
| 4 讨论 | 第115-117页 |
| 5 结论 | 第117-119页 |
| 小结 | 第119-121页 |
| 参考文献 | 第121-134页 |
| 个人简历和研究成果 | 第134-138页 |
| 致谢 | 第138-139页 |
