| 致谢 | 第5-6页 |
| 中文摘要 | 第6-11页 |
| Abstract | 第11-15页 |
| 绪论 | 第20-22页 |
| 第一部分 MAT1表达/切割对正常及恶性造血细胞增殖/分化的调控作用及其机制研究 | 第22-66页 |
| 1.1 引言 | 第22-24页 |
| 1.2 材料和仪器 | 第24-27页 |
| 1.2.1 细胞株 | 第24页 |
| 1.2.2 实验动物 | 第24页 |
| 1.2.3 试剂 | 第24-26页 |
| 1.2.4 实验仪器 | 第26-27页 |
| 1.3 实验方法 | 第27-37页 |
| 1.3.1 hMSC细胞的培养及条件培养基的收集 | 第27页 |
| 1.3.2 CD34+造血干细胞的体外扩增 | 第27页 |
| 1.3.3 CD34+造血干细胞定向诱导粒向分化 | 第27页 |
| 1.3.4 台盼蓝拒染法检测CD34+细胞和髓性白血病细胞的增殖和死亡 | 第27-28页 |
| 1.3.5 流式细胞术检测细胞周期的改变 | 第28页 |
| 1.3.6 瑞姬染色检测细胞核形态的改变 | 第28页 |
| 1.3.7 Western blotting检测蛋白表达 | 第28-29页 |
| 1.3.8 流式细胞术检测细胞表面抗原表达情况 | 第29页 |
| 1.3.9 免疫组化 | 第29-30页 |
| 1.3.10 苏木精-伊红(HE)染色 | 第30-31页 |
| 1.3.11 免疫荧光 | 第31页 |
| 1.3.12 免疫沉淀 | 第31-32页 |
| 1.3.13 LC-MS/MS | 第32页 |
| 1.3.14 慢病毒颗粒细胞转染 | 第32-33页 |
| 1.3.15 Quantitive Real-time PCR(qRT-PCR) | 第33-35页 |
| 1.3.16 小鼠人源性粒细胞分化模型 | 第35页 |
| 1.3.17 小鼠髓性白血病细胞异种移植瘤模型 | 第35-36页 |
| 1.3.18 统计学分析 | 第36-37页 |
| 1.4 实验结果 | 第37-63页 |
| 1.4.1 MAT1过表达可促进CD34+造血干细胞的体外扩增并抑制其粒向分化 | 第37-39页 |
| 1.4.2 人源性间充质干细胞可促进HSC在体内的归巢和扩增 | 第39-42页 |
| 1.4.3 MAT1过表达促进HSC在体内的扩增并抑制其粒向分化 | 第42-46页 |
| 1.4.4 MAT1在C末端发生切割产生M30和pM9片段 | 第46-48页 |
| 1.4.5 pM9在髓性白血病细胞中形成ΔCAK从而抑制内源性CAK和TFIIH形成 | 第48-51页 |
| 1.4.6 pM9抑制髓性白血病细胞的体外增殖 | 第51-53页 |
| 1.4.7 pM9降低髓性白血病细胞中的CAK活性 | 第53-54页 |
| 1.4.8 pM9干预髓性白血病细胞的转录活性 | 第54-55页 |
| 1.4.9 pM9抑制原代AML细胞的体外增殖并促进其粒向分化 | 第55-57页 |
| 1.4.10 pM9对造血干细胞的扩增无抑制作用 | 第57-59页 |
| 1.4.11 pM9抑制髓性白血病细胞的体内增殖与转移 | 第59-63页 |
| 1.5 讨论 | 第63-66页 |
| 第二部分 基于低磷酸化RARαS77抑制ATRA耐药的t(8；21)AML细胞基因转录的抗白血病增殖作用机制研究 | 第66-111页 |
| 2.1 引言 | 第66-68页 |
| 2.2 材料和仪器 | 第68-71页 |
| 2.2.1 细胞株 | 第68页 |
| 2.2.2 实验动物 | 第68页 |
| 2.2.3 试剂 | 第68-70页 |
| 2.2.4 实验仪器 | 第70-71页 |
| 2.3 实验方法 | 第71-79页 |
| 2.3.1 髓性白血病细胞株培养 | 第71页 |
| 2.3.2 hMSC细胞的培养及条件培养基的收集 | 第71页 |
| 2.3.3 Ficoll法分离AML患者骨髓样本中的原代细胞 | 第71页 |
| 2.3.4 原代AML细胞的体外培养 | 第71-72页 |
| 2.3.5 台盼蓝拒染法检测髓性白血病细胞增殖和死亡 | 第72页 |
| 2.3.6 流式细胞术检测细胞周期的改变 | 第72页 |
| 2.3.7 Western blotting检测蛋白表达 | 第72页 |
| 2.3.8 免疫组化 | 第72页 |
| 2.3.9 苏木精-伊红(HE)染色 | 第72页 |
| 2.3.10 免疫沉淀 | 第72页 |
| 2.3.11 慢病毒颗粒细胞转染 | 第72页 |
| 2.3.12 DNA琼脂糖凝胶电泳检测细胞凋亡 | 第72-73页 |
| 2.3.13 染色质免疫共沉淀(ChIP)和ChIP-WB | 第73-76页 |
| 2.3.14 Quantitive Real-time PCR(qRT-PCR) | 第76-77页 |
| 2.3.15 髓性白血病细胞小鼠移植瘤模型 | 第77页 |
| 2.3.16 流式细胞术检测小鼠外周血和骨髓中GFP+细胞表面CD45+抗原表达情况 | 第77-78页 |
| 2.3.17 统计学分析 | 第78-79页 |
| 2.4 实验结果 | 第79-109页 |
| 2.4.1 RARαS77A通过模拟低磷酸化的RARα抑制髓性白血病细胞的增殖 | 第79-87页 |
| 2.4.2 RARαS77A以配体非依赖的方式激活RA靶基因的转录 | 第87-91页 |
| 2.4.3 RARαS77A抑制原代t(8；21)AML细胞的体外增殖并诱导细胞凋亡 | 第91-95页 |
| 2.4.4 RARαS77A以配体非依赖的方式抑制原代t(8；21)AML细胞的增殖并激活基因转录 | 第95-96页 |
| 2.4.5 RARαS77A抑制t(8；21)AML细胞的体内增殖 | 第96-98页 |
| 2.4.6 RARαS77A抑制t(8；21)AML细胞在NSG小鼠模型中的淋巴结转移 | 第98-101页 |
| 2.4.7 RARαS77A可能通过改变t(8；21)AML细胞的抑制性染色质构型诱导RA靶基因转录 | 第101-105页 |
| 2.4.8 RARαS77A介导的HDAC1和DNMT3a与RARE区域的解离促进了RA靶基因转录 | 第105-109页 |
| 2.5 讨论 | 第109-111页 |
| 参考文献 | 第111-117页 |
| 综述 CAK-RARα信号通路在髓性白血病及粒细胞分化调节中的作用研究 | 第117-137页 |
| 参考文献 | 第126-137页 |
| 作者简历及在学期间所取得的科研成果 | 第137-138页 |
