| 摘要 | 第11-13页 |
| Abstract | 第13-14页 |
| 第一章 绪论 | 第15-40页 |
| 1.1 HCV的生活周期 | 第15-22页 |
| 1.1.1 HCV简介 | 第15-16页 |
| 1.1.2 HCV的进入和脱壳 | 第16-17页 |
| 1.1.3 HCV RNA的翻译和复制 | 第17-19页 |
| 1.1.4 HCV的组装和释放 | 第19-22页 |
| 1.2 HCV和天然免疫系统 | 第22-31页 |
| 1.2.1 HCV激活天然免疫系统 | 第22-24页 |
| 1.2.2 HCV逃避天然免疫系统 | 第24-26页 |
| 1.2.3 ISGs在天然免疫系统中的作用 | 第26-29页 |
| 1.2.4 免疫相关细胞宿主因子和通路对HCV复制的影响 | 第29-31页 |
| 1.3 Mx GTP酶家族 | 第31-38页 |
| 1.3.1 Mx家族的发现 | 第31页 |
| 1.3.2 脊椎动物中Mx家族成员 | 第31-32页 |
| 1.3.3 Mx基因的表达调控 | 第32-33页 |
| 1.3.4 Mx蛋白结构 | 第33-34页 |
| 1.3.5 Mx GTP酶细胞定位和抗病毒表达谱的关系 | 第34-35页 |
| 1.3.6 Mx蛋白的抗病毒特异性 | 第35-36页 |
| 1.3.7 Mx GTP酶的抗病毒机制 | 第36-38页 |
| 1.4 研究的目的和意义 | 第38-40页 |
| 第二章 1b型HCV细胞培养体系的建立 | 第40-57页 |
| 2.1 引言 | 第40页 |
| 2.2 实验材料 | 第40-43页 |
| 2.2.1 慢病毒过表达包装系统 | 第40页 |
| 2.2.2 HCV 1b型全长质粒 | 第40-41页 |
| 2.2.3 细胞系 | 第41页 |
| 2.2.4 病毒 | 第41页 |
| 2.2.5 RT-PCR试剂 | 第41页 |
| 2.2.6 分子克隆试剂 | 第41-42页 |
| 2.2.7 间接免疫荧光试剂 | 第42页 |
| 2.2.8 细胞培养试剂 | 第42页 |
| 2.2.9 磷酸钙转染法相关试剂 | 第42页 |
| 2.2.10 仪器 | 第42-43页 |
| 2.3 实验方法 | 第43-50页 |
| 2.3.1 细胞复苏、传代和冻存 | 第43页 |
| 2.3.2 痘病毒感染Vero细胞 | 第43页 |
| 2.3.3 RNA提取 | 第43-44页 |
| 2.3.4 DNase Ⅰ处理 | 第44页 |
| 2.3.5 逆转录合成cDNA第一条链 | 第44-45页 |
| 2.3.6 T7聚合酶基因的克隆 | 第45-48页 |
| 2.3.7 重组慢病毒的包装和滴度测定 | 第48页 |
| 2.3.8 重组慢病毒感染Huh7.5.1细胞系 | 第48-49页 |
| 2.3.9 转染1b型HCV质粒pHCV-WHU-1 | 第49页 |
| 2.3.10 荧光定量PCR | 第49页 |
| 2.3.11 免疫荧光实验 | 第49-50页 |
| 2.3.12 1b型HCV感染Huh7.5.1 | 第50页 |
| 2.4 实验结果与分析 | 第50-55页 |
| 2.4.1 T7 RNA聚合酶基因的克隆 | 第50-51页 |
| 2.4.2 重组质粒phage-T7的鉴定 | 第51页 |
| 2.4.3 包装含有T7基因的慢病毒悬液 | 第51-52页 |
| 2.4.4 测定包装慢病毒的病毒滴度 | 第52-53页 |
| 2.4.5 构建稳定表达T7聚合酶的肝癌细胞系 | 第53-54页 |
| 2.4.6 在Huh7.5.1-T7细胞系中转染pHCV-WHU-1 | 第54-55页 |
| 2.4.7 1b型HCV感染Huh7.5.1 | 第55页 |
| 2.5 讨论 | 第55-57页 |
| 第三章 HCV感染对宿主细胞内MxA的影响 | 第57-70页 |
| 3.1 引言 | 第57页 |
| 3.2 实验材料 | 第57-59页 |
| 3.2.1 细胞系和病毒 | 第57-58页 |
| 3.2.2 RT-PCR相关试剂 | 第58页 |
| 3.2.3 细胞培养试剂 | 第58页 |
| 3.2.4 SDS-PAGE和western blot相关试剂 | 第58-59页 |
| 3.2.5 抗体和其他试剂 | 第59页 |
| 3.2.6 仪器 | 第59页 |
| 3.3 实验方法 | 第59-62页 |
| 3.3.1 2a型HCV JFH1的扩增和滴度测定 | 第59-60页 |
| 3.3.2 病毒感染实验 | 第60页 |
| 3.3.3 荧光定量PCR | 第60-61页 |
| 3.3.4 SDS-PAGE和western blot | 第61-62页 |
| 3.4 实验结果与分析 | 第62-68页 |
| 3.4.1 HCV扩增和滴度测定 | 第62-63页 |
| 3.4.2 不同滴度的HCV感染宿主细胞对MxA的影响 | 第63-64页 |
| 3.4.3 HCV感染对MxA影响的时间梯度实验 | 第64-65页 |
| 3.4.4 在肝癌细胞系中干扰素诱导MxA表达 | 第65-66页 |
| 3.4.5 HCV诱导干扰素的表达 | 第66-67页 |
| 3.4.6 HCV诱导MxA表达依赖JAK-STAT通路 | 第67-68页 |
| 3.5 讨论 | 第68-70页 |
| 第四章 MxA对HCV生活周期的影响及相关机制 | 第70-98页 |
| 4.1 引言 | 第70页 |
| 4.2 实验材料 | 第70-72页 |
| 4.2.1 细胞系和病毒 | 第70页 |
| 4.2.2 慢病毒过表达包装系统 | 第70-71页 |
| 4.2.3 逆转录病毒介导的shRNA系统 | 第71页 |
| 4.2.4 荧光素酶活性检测实验相关试剂 | 第71页 |
| 4.2.5 免疫沉淀(IP)试剂 | 第71页 |
| 4.2.6 抗体和其他试剂 | 第71页 |
| 4.2.7 仪器 | 第71-72页 |
| 4.3 实验方法 | 第72-78页 |
| 4.3.1 质粒构建 | 第72-73页 |
| 4.3.2 稳定表达MxA的Huh7.5.1细胞系的构建 | 第73页 |
| 4.3.3 逆转录病毒介导的稳定干扰细胞系建立 | 第73-75页 |
| 4.3.4 质粒转染和病毒感染实验 | 第75页 |
| 4.3.5 荧光定量PCR | 第75页 |
| 4.3.6 SDS-PAGE和western blot | 第75页 |
| 4.3.7 免疫沉淀(IP)实验 | 第75-76页 |
| 4.3.8 荧光素酶活性检测实验 | 第76页 |
| 4.3.9 MTS细胞活性检测实验 | 第76-77页 |
| 4.3.10 核质分离实验 | 第77-78页 |
| 4.3.11 流式细胞术分析细胞周期 | 第78页 |
| 4.4 实验结果与分析 | 第78-96页 |
| 4.4.1 过表达MxA抑制HCV的复制 | 第78-80页 |
| 4.4.2 稳定表达MxA的Huh7.5.1细胞系构建和抗HCV研究 | 第80-83页 |
| 4.4.3 构建稳定干扰内源MxA的细胞系 | 第83-85页 |
| 4.4.4 干扰MxA对HCV的影响 | 第85-86页 |
| 4.4.5 干扰回复实验 | 第86-88页 |
| 4.4.6 外源MxA蛋白与core蛋白的共定位分析 | 第88-89页 |
| 4.4.7 MxA蛋白调控JAK-STAT通路 | 第89-91页 |
| 4.4.8 Ruxolitinib对MxA抗HCV活性的影响 | 第91-92页 |
| 4.4.9 MxA的GTP结合能力是抗HCV的必要因素 | 第92-94页 |
| 4.4.10 探讨MxA蛋白对免疫通路的影响 | 第94-96页 |
| 4.5 讨论 | 第96-98页 |
| 研究总结 | 第98-100页 |
| 参考文献 | 第100-114页 |
| 在读期间已发表论文 | 第114-115页 |
| 致谢 | 第115页 |
