| 摘要 | 第4-10页 |
| ABSTRACT | 第10-15页 |
| 第一章 SLE疾病进程中MDSCS的数目以及功能的变化 | 第22-54页 |
| 1.1 前言 | 第22-25页 |
| 1.1.1 系统性红斑狼疮简介 | 第22页 |
| 1.1.2 MDSCs简介 | 第22-23页 |
| 1.1.3 MDSCs与系统性红斑狼疮 | 第23-25页 |
| 1.2 实验材料与方法 | 第25-32页 |
| 1.2.1 实验对象 | 第25页 |
| 1.2.2 主要实验试剂 | 第25-26页 |
| 1.2.3 主要实验仪器 | 第26页 |
| 1.2.4 主要实验方法 | 第26-32页 |
| 1.2.4.1 酶联免疫吸附法(ELISA)检测MRL/lpr小鼠的尿蛋白水平 | 第26页 |
| 1.2.4.2 酶联免疫吸附法(ELISA)检测MRL/lpr小鼠的血清中anti-IgG and anti-dsDNA | 第26-27页 |
| 1.2.4.3 MRL/lpr小鼠肾脏HE染色 | 第27页 |
| 1.2.4.4 小鼠脾脏细胞的获取 | 第27页 |
| 1.2.4.5 小鼠骨髓细胞的获取 | 第27页 |
| 1.2.4.6 小鼠和人的外周血单个核细胞的获取 | 第27-28页 |
| 1.2.4.7 流式细胞术检测MRL/lpr小鼠骨髓、脾脏以及外周血中的MDSCs的数目,以及SLE患者外周血中MDSCs的数目 | 第28-29页 |
| 1.2.4.8 小鼠脾脏G-MDSCs和M-MDSCs的分离与培养 | 第29页 |
| 1.2.4.9 DCFDA法检测G-MDS C活性氧(ROS)的表达 | 第29页 |
| 1.2.4.10 小鼠脾脏CD4+T细胞的分离与培养 | 第29-30页 |
| 1.2.4.11 G-MDSCs或者M-MDSCd与T淋巴细胞的共培养实验 | 第30页 |
| 1.2.4.12 荧光定量PCR分析因子mRNA水平 | 第30-31页 |
| 1.2.4.13 Western blot检测蛋白表达水平 | 第31-32页 |
| 1.2.4.14 数据分析统计 | 第32页 |
| 1.3 主要实验结果 | 第32-44页 |
| 1.3.1 检测MR/lpr狼疮小鼠的发病动态 | 第32-33页 |
| 1.3.2 不同年龄MRL/lpr狼疮小鼠中MDSCs数目变化的差异 | 第33-34页 |
| 1.3.3 趋化因子受体1(CCR1)促进了MRL/lpr小鼠中G-MDSCs的迁移 | 第34-36页 |
| 1.3.4 MRL/lpr小鼠中MDSCs的功能变化 | 第36-39页 |
| 1.3.5 咪喹莫特(imiquimod,IMQ)诱导的狼疮小鼠模型中MDSCs的数目与功能的变化 | 第39-40页 |
| 1.3.6 M-MDSCs在MRL/lpr小鼠疾病进程中产生IL-1β的机制 | 第40-41页 |
| 1.3.7 G-MDSCs在MRL/lpr小鼠疾病进程中产生ROS的机制 | 第41-42页 |
| 1.3.8 SLE患者中MDSCs的数目变化 | 第42-44页 |
| 1.4 讨论 | 第44-46页 |
| 1.5 参考文献 | 第46-54页 |
| 第二章 MDSCS参与SLE的发病进程 | 第54-71页 |
| 2.1 前言 | 第54-55页 |
| 2.2 实验材料与方法 | 第55-59页 |
| 2.2.1 实验对象 | 第55页 |
| 2.2.2 主要实验试剂 | 第55-56页 |
| 2.2.3 主要实验仪器 | 第56页 |
| 2.2.4 主要实验方法 | 第56-59页 |
| 2.2.4.1 酶联免疫吸附法(ELISA)检测MRL/lpr小鼠的尿蛋白水平 | 第56页 |
| 2.2.4.2 酶联免疫吸附法(ELISA)检测MRL/lpr小鼠的血清中anti-IgG和anti-dsDNA | 第56-57页 |
| 2.2.4.3 MRL/lpr小鼠肾脏HE染色 | 第57页 |
| 2.2.4.4 小鼠脾脏细胞的获取 | 第57页 |
| 2.2.4.5 小鼠骨髓来源的MDSCs的获取 | 第57页 |
| 2.2.4.6 小鼠的外周血单个核细胞的获取 | 第57页 |
| 2.2.4.7 流式细胞术检测 | 第57-58页 |
| 2.2.4.8 小鼠脾脏G-MDSCs和M-MDSCs的分离与培养 | 第58页 |
| 2.2.4.9 小鼠脾脏CD4+T细胞的分离与培养 | 第58页 |
| 2.2.4.10 G-MDSCs与Th17共培养体系的建立 | 第58页 |
| 2.2.4.11 G-MDSCs与Treg共培养体系的建立 | 第58页 |
| 2.2.4.12 数据分析统计 | 第58-59页 |
| 2.3 实验结果 | 第59-65页 |
| 2.3.1 M-MDSCs在MRL/lpr小鼠疾病进程中的作用 | 第59-60页 |
| 2.3.2 G-MDSCs在MRL/lpr小鼠疾病进程中的作用 | 第60-62页 |
| 2.3.3 删除发病期MR/lpr小鼠中MDSCs能够缓解狼疮样症状 | 第62-64页 |
| 2.3.4 过继转移MDSCs影响了MRL/lpr小鼠发病进程 | 第64-65页 |
| 2.4 讨论 | 第65-67页 |
| 2.5 参考文献 | 第67-71页 |
| 第三章 非霍奇金淋巴瘤(NHL)疾病进程中MDSCS的数目以及功能的变化 | 第71-83页 |
| 3.1 前言 | 第71-73页 |
| 3.1.1 非霍金淋巴瘤简介 | 第71-72页 |
| 3.1.2 非霍奇金淋巴瘤与MDSCs | 第72-73页 |
| 3.2 实验材料与方法 | 第73-76页 |
| 3.2.1 实验对象 | 第73页 |
| 3.2.2 主要实验试剂 | 第73-74页 |
| 3.2.3 主要实验仪器 | 第74页 |
| 3.2.4 主要实验方法 | 第74-76页 |
| 3.2.4.1 散播性小鼠B淋巴瘤模型的构建 | 第74页 |
| 3.2.4.2 小鼠脾脏细胞的获取 | 第74页 |
| 3.2.4.3 小鼠骨髓细胞的获取 | 第74页 |
| 3.2.4.4 小鼠的外周血单个核细胞的获取 | 第74页 |
| 3.2.4.5 流式细胞术检测 | 第74-75页 |
| 3.2.4.6 小鼠脾脏G-MDSC和M-MDSC的分离 | 第75页 |
| 3.2.4.7 荧光定量PCR分析因子mRNA水平 | 第75-76页 |
| 3.2.4.8 数据分析统计 | 第76页 |
| 3.3 实验结果 | 第76-79页 |
| 3.3.1 淋巴瘤模型小鼠骨髓中MDSCs的数目变化 | 第76-77页 |
| 3.3.2 淋巴瘤模型小鼠脾脏中MDSCs的数目变化 | 第77页 |
| 3.3.3 淋巴瘤模型小鼠脾脏中MDSCs的功能变化 | 第77-79页 |
| 3.4 讨论 | 第79页 |
| 3.5 参考文献 | 第79-83页 |
| 第四章 NHL疾病进程中MDSCS的数目以及功能变化的机制 | 第83-105页 |
| 4.1 前言 | 第83-85页 |
| 4.1.1 酪氨酸蛋白激酶/信号传导子和转录激活子(JAK2/STAT3)信号通路调控MDSCs的分化与功能以及NHL的疾病进程 | 第83-84页 |
| 4.1.2 非编码微小RNA (miRNA)调控MDSCs的分化与功能 | 第84-85页 |
| 4.2 实验材料与方法 | 第85-89页 |
| 4.2.1 实验对象 | 第85页 |
| 4.2.2 主要实验试剂 | 第85-86页 |
| 4.2.3 主要实验仪器 | 第86页 |
| 4.2.4 主要实验方法 | 第86-89页 |
| 4.2.4.1 散播性小鼠B淋巴瘤模型的构建 | 第86页 |
| 4.2.4.2 小鼠脾脏细胞的获取 | 第86-87页 |
| 4.2.4.3 小鼠骨髓细胞的获取 | 第87页 |
| 4.2.4.4 小鼠骨髓细胞诱导的MDSCs的获取 | 第87页 |
| 4.2.4.5 小鼠和人的外周血单个核细胞的获取 | 第87页 |
| 4.2.4.6 流式细胞术检测 | 第87页 |
| 4.2.4.7 小鼠脾脏G-MDSCs和M-MDSCs的分离 | 第87-88页 |
| 4.2.4.8 DCFDA法检测MDSCs活性氧(ROS)的表达 | 第88页 |
| 4.2.4.9 小鼠脾脏CD4+T细胞的分离与培养 | 第88页 |
| 4.2.4.10 G-MDSCs或者M-MDSCs与T淋巴细胞的共培养实验 | 第88页 |
| 4.2.4.11 miRNA-30a的转染 | 第88页 |
| 4.2.4.12 荧光素酶报告基因载体构建及荧光素酶检测 | 第88-89页 |
| 4.2.4.13 Western blot检测蛋白表达水平 | 第89页 |
| 4.2.4.14 荧光定量PCR分析因子mRNA水平 | 第89页 |
| 4.2.4.15 数据分析统计 | 第89页 |
| 4.3 实验结果 | 第89-100页 |
| 4.3.1 miR-30a参与MDSCs的分化与功能的调控 | 第90-92页 |
| 4.3.2 miR-30a促进MDSCs的分化 | 第92-94页 |
| 4.3.3 miR-30a调控MDSCs的免疫抑制功能 | 第94-98页 |
| 4.3.4 miR-30a通过靶向SOCS3调控MDSCs的分化与功能 | 第98-100页 |
| 4.4 讨论 | 第100-101页 |
| 4.5 参考文献 | 第101-105页 |
| 第五章 MIR-30A通过调控MDSCS的功能与分化参与小鼠淋巴瘤的发病进程 | 第105-121页 |
| 5.1 前言 | 第105-106页 |
| 5.2 实验材料与方法 | 第106-109页 |
| 5.2.1 实验对象 | 第106页 |
| 5.2.2 主要实验试剂 | 第106-107页 |
| 5.2.3 主要实验仪器 | 第107页 |
| 5.2.4 主要实验方法 | 第107-109页 |
| 5.2.4.1 弥散性小鼠B淋巴瘤模型的构建 | 第107页 |
| 5.2.4.2 小鼠脾脏细胞的获取 | 第107页 |
| 5.2.4.3 小鼠骨髓细胞的获取 | 第107页 |
| 5.2.4.4 小鼠骨髓细胞诱导的MDSC的获取 | 第107页 |
| 5.2.4.5 流式细胞术检测 | 第107-108页 |
| 5.2.4.6 小鼠脾脏G-MDSCs和M-MDSCs的分离 | 第108页 |
| 5.2.4.7 miRNA-30a的转染 | 第108页 |
| 5.2.4.8 荧光定量PCR分析因子mRNA水平 | 第108-109页 |
| 5.2.4.9 数据分析统计 | 第109页 |
| 5.3 实验结果 | 第109-116页 |
| 5.3.1 MiR-30a加重了淋巴瘤小鼠的病情 | 第109-110页 |
| 5.3.2 MiR-30a促进了淋巴瘤小鼠中的MDSCs的分化 | 第110-111页 |
| 5.3.3 MiR-30a促进了淋巴瘤小鼠中的MDSCs的功能基因的表达 | 第111-113页 |
| 5.3.4 MiR-30a减少了淋巴瘤小鼠中的T细胞的数目 | 第113-114页 |
| 5.3.5 过继转移MiR-30a修饰的MDSC影响了淋巴瘤小鼠中发病进程 | 第114-116页 |
| 5.4 讨论 | 第116-118页 |
| 5.5 参考文献 | 第118-121页 |
| 结论 | 第121-122页 |
| 博士研究生期间发表及待发表论文列表 | 第122-124页 |
| 致谢 | 第124-125页 |
