双模态成像指导的纳米靶向给药系统用于肿瘤诊疗的研究
| 摘要 | 第4-5页 |
| ABSTRACT | 第5-6页 |
| 第1章 文献综述 | 第11-25页 |
| 1.1 光热治疗 | 第11-15页 |
| 1.1.1 常见NIR光热材料 | 第12-14页 |
| 1.1.2 可视化光热治疗 | 第14-15页 |
| 1.2 光热治疗与其它治疗联合策略 | 第15-17页 |
| 1.2.1 光热治疗联合化学治疗 | 第15-16页 |
| 1.2.2 光热治疗联合光动力治疗 | 第16页 |
| 1.2.3 光热治疗联合免疫治疗 | 第16-17页 |
| 1.2.4 双重光热协同治疗 | 第17页 |
| 1.3 抗血管生成治疗 | 第17-19页 |
| 1.3.1 VEGF抑制剂 | 第18页 |
| 1.3.2 VEGF受体酪氨酸激酶拮抗剂 | 第18页 |
| 1.3.3 mTOR抑制剂 | 第18-19页 |
| 1.4 脂质体研究进展 | 第19-22页 |
| 1.4.1 长循环脂质体 | 第20页 |
| 1.4.2 免疫脂质体 | 第20页 |
| 1.4.3 靶向脂质体 | 第20-21页 |
| 1.4.4 pH敏感脂质体 | 第21页 |
| 1.4.5 热敏脂质体 | 第21-22页 |
| 1.5 课题的提出 | 第22-25页 |
| 1.5.1 设计思路 | 第22-23页 |
| 1.5.2 研究内容 | 第23-25页 |
| 第2章 脂质体的处方前研究 | 第25-33页 |
| 2.1 实验试剂和仪器 | 第25-26页 |
| 2.1.1 主要原料与试剂 | 第25页 |
| 2.1.2 实验仪器 | 第25-26页 |
| 2.2 RAPA及ICG分析方法的建立 | 第26-27页 |
| 2.2.1 储备液的配置 | 第26页 |
| 2.2.2 RAPA检测波长的确定 | 第26页 |
| 2.2.3 RAPA色谱条件 | 第26页 |
| 2.2.4 ICG检测条件 | 第26-27页 |
| 2.2.5 标准曲线的绘制 | 第27页 |
| 2.2.6 精密度实验 | 第27页 |
| 2.2.7 方法回收率 | 第27页 |
| 2.3 结果与讨论 | 第27-33页 |
| 2.3.1 RAPA检测波长的确定 | 第27-28页 |
| 2.3.2 RAPA的HPLC色谱图 | 第28页 |
| 2.3.3 ICG的紫外吸收图谱 | 第28-29页 |
| 2.3.4 RAPA和ICG的标准曲线 | 第29-30页 |
| 2.3.5 精密度 | 第30-31页 |
| 2.3.6 方法回收率 | 第31-33页 |
| 第3章 脂质体的制备及表征 | 第33-47页 |
| 3.1 实验试剂和仪器 | 第33-34页 |
| 3.1.1 主要原料与试剂 | 第33页 |
| 3.1.2 实验仪器 | 第33-34页 |
| 3.2 储备液的配置 | 第34页 |
| 3.3 处方制备 | 第34-35页 |
| 3.3.1 空白热敏脂质体的制备 | 第34-35页 |
| 3.3.2 双载药热敏脂质体的制备 | 第35页 |
| 3.4 脂质体包封率的测定 | 第35页 |
| 3.5 载药处方的表征 | 第35-38页 |
| 3.5.1 形态学考察 | 第35-36页 |
| 3.5.2 粒径及电势的测定 | 第36页 |
| 3.5.3 处方的紫外吸收特征 | 第36页 |
| 3.5.4 稳定性考察 | 第36-37页 |
| 3.5.5 处方升温能力考察 | 第37页 |
| 3.5.6 药物体外释放 | 第37-38页 |
| 3.6 结果与讨论 | 第38-47页 |
| 3.6.1 ICG载药比例的确定 | 第38页 |
| 3.6.2 RAPA载药比例的确定 | 第38-39页 |
| 3.6.3 终处方的包封率和载药量 | 第39页 |
| 3.6.4 形态学考察 | 第39-40页 |
| 3.6.5 粒径及电势的测定 | 第40-41页 |
| 3.6.6 处方的紫外吸收特征 | 第41-42页 |
| 3.6.7 脂质体稳定性考察 | 第42-43页 |
| 3.6.8 ICG的光稳定性考察 | 第43-44页 |
| 3.6.9 处方升温能力考察 | 第44-45页 |
| 3.6.10 药物体外释放 | 第45-47页 |
| 第4章 体外细胞实验研究 | 第47-59页 |
| 4.1 实验试剂和仪器 | 第47-48页 |
| 4.1.1 主要原料与试剂 | 第47-48页 |
| 4.1.2 实验仪器 | 第48页 |
| 4.2 相关试剂的配置 | 第48-50页 |
| 4.2.1 细胞培养液的配置 | 第48-49页 |
| 4.2.2 MTT溶液的配置 | 第49页 |
| 4.2.3 染色剂的配置 | 第49页 |
| 4.2.4 处方溶液的配置 | 第49-50页 |
| 4.3 细胞培养 | 第50-51页 |
| 4.3.1 HeLa/HUVECs细胞复苏 | 第50页 |
| 4.3.2 HeLa/HUVECs细胞传代 | 第50页 |
| 4.3.3 HeLa/HUVECs细胞冻存 | 第50-51页 |
| 4.4 细胞摄取实验 | 第51-52页 |
| 4.4.1 制备HeLa/HUVECs细胞悬浮液 | 第51页 |
| 4.4.2 HeLa/HUVECs细胞计数 | 第51页 |
| 4.4.3 HeLa/HUVECs细胞铺板 | 第51页 |
| 4.4.4 加药诱导 | 第51-52页 |
| 4.4.5 HeLa/HUVECs细胞固定 | 第52页 |
| 4.4.6 HeLa/HUVECs细胞染色观察 | 第52页 |
| 4.5 细胞毒性实验 | 第52-54页 |
| 4.5.1 MTT比色法 | 第52-53页 |
| 4.5.2 DAPI/PI双染实验 | 第53-54页 |
| 4.6 结果与讨论 | 第54-59页 |
| 4.6.1 细胞摄取实验 | 第54-56页 |
| 4.6.2 MTT实验 | 第56-57页 |
| 4.6.3 DAPI/PI双染实验 | 第57-59页 |
| 第5章 体内抗肿瘤效果研究 | 第59-69页 |
| 5.1 实验试剂和仪器 | 第59-60页 |
| 5.1.1 主要原料与试剂 | 第59页 |
| 5.1.2 实验仪器 | 第59-60页 |
| 5.2 实验动物 | 第60页 |
| 5.2.1 动物种类 | 第60页 |
| 5.2.2 裸鼠荷瘤模型的建立 | 第60页 |
| 5.3 NIR活体成像 | 第60-61页 |
| 5.3.1 NIR活体成像实验 | 第60-61页 |
| 5.3.2 体内光声成像实验 | 第61页 |
| 5.4 体内热成像实验 | 第61页 |
| 5.5 体内抗肿瘤实验 | 第61-62页 |
| 5.6 抗血管生成实验 | 第62页 |
| 5.7 结果与讨论 | 第62-69页 |
| 5.7.1 活体成像 | 第62-63页 |
| 5.7.2 光声成像 | 第63-64页 |
| 5.7.3 体内热成像实验 | 第64-65页 |
| 5.7.4 抗血管生成实验 | 第65-66页 |
| 5.7.5 体内抗肿瘤实验 | 第66-67页 |
| 5.7.6 HE染色实验 | 第67-69页 |
| 第6章 结论与展望 | 第69-73页 |
| 6.1 主要结论 | 第69-70页 |
| 6.2 展望 | 第70-73页 |
| 参考文献 | 第73-81页 |
| 发表论文及科研情况说明 | 第81-83页 |
| 致谢 | 第83-84页 |
