中文摘要 | 第4-7页 |
Abstract | 第7-8页 |
前言 | 第13-17页 |
研究现状、成果 | 第13-15页 |
研究目的、方法 | 第15-17页 |
一、高分子脂质体的制备、表征研究及转染条件优化 | 第17-38页 |
1.1 对象和方法 | 第17-23页 |
1.1.1 材料 | 第17-18页 |
1.1.2 VEGF siRNA的设计与合成 | 第18-19页 |
1.1.3 质粒的制备 | 第19-21页 |
1.1.4 高分子脂质体的制备 | 第21页 |
1.1.5 高分子脂质体及质粒-高分子脂质体复合物的表征分析 | 第21-22页 |
1.1.6 高分子脂质体的细胞毒性实验 | 第22-23页 |
1.1.7 高分子脂质体转染条件的筛选 | 第23页 |
1.1.8 高分子脂质体与Lipo转染效率的比较 | 第23页 |
1.2 结果 | 第23-30页 |
1.2.1 紫外分光光度计行浓度和纯度检测 | 第23-24页 |
1.2.2 测序结果 | 第24页 |
1.2.3 高分子脂质体及质粒-高分子脂质体复合物的表征分析 | 第24-26页 |
1.2.4 高分子脂质体的细胞毒性实验 | 第26-27页 |
1.2.5 高分子脂质体转染条件的优化 | 第27-28页 |
1.2.6 高分子脂质体转染效率的研究 | 第28-30页 |
1.3 讨论 | 第30-37页 |
1.3.2 基因治疗及RNA干扰的发现 | 第30-31页 |
1.3.3 siRNA的筛选 | 第31-32页 |
1.3.4 siRNA的合成 | 第32-33页 |
1.3.5 转染试剂的选择 | 第33-34页 |
1.3.6 阳离子脂质体转染机制及影响转染的因素分析 | 第34-36页 |
1.3.7 高分子脂质体的细胞毒性 | 第36-37页 |
1.4 小结 | 第37-38页 |
二、高分子脂质体转染siRNA抑制RPE分泌VEGF的研究 | 第38-60页 |
2.1 对象和方法 | 第38-45页 |
2.1.1 对象 | 第38-40页 |
2.1.2 主要方法 | 第40-45页 |
2.1.3 统计学分析 | 第45页 |
2.2 结果 | 第45-52页 |
2.2.1 荧光显微镜下观察各组转染效果 | 第45-46页 |
2.2.2 ELISA法检测RPE细胞分泌VEGF的变化 | 第46-47页 |
2.2.3 免疫组织化学法检测VEGF的表达变化 | 第47-49页 |
2.2.4 Real-time PCR分析VEGF mRNA的变化 | 第49-52页 |
2.2.5 倒置显微镜下观察细胞状态 | 第52页 |
2.3 讨论 | 第52-59页 |
2.3.1 视网膜色素上皮细胞的特性 | 第52-53页 |
2.3.2 缺氧对VEGF表达和新生血管生成的影响 | 第53-54页 |
2.3.3 VEGF siRNA对细胞分泌VEGF的影响 | 第54-56页 |
2.3.4 非病毒载体的基因转染 | 第56-59页 |
2.4 小结 | 第59-60页 |
三、高分子脂质体介导转染VEGFsiRNA抑制鼠视网膜新生血管的实验研究 | 第60-90页 |
3.1 对象和方法 | 第60-71页 |
3.1.1 对象 | 第60-62页 |
3.1.2 主要方法 | 第62-71页 |
3.1.3 统计学分析 | 第71页 |
3.2 结果 | 第71-83页 |
3.2.1 动物模型的建立 | 第71页 |
3.2.2 脂质体介导的质粒在小鼠视网膜中的表达 | 第71-72页 |
3.2.3 不同实验组视网膜血管形态学的变化 | 第72-74页 |
3.2.4 高氧诱导视网膜血管增生的定量结果 | 第74-77页 |
3.2.5 高分子脂质体携带质粒DNA穿膜能力评判 | 第77-79页 |
3.2.6 Westernblot检测不同实验组视网膜VEGF的表达变化 | 第79-80页 |
3.2.7 Real-time PCR检测不同组间VEGFmRNA的变化 | 第80-83页 |
3.3 讨论 | 第83-89页 |
3.3.1 氧诱导视网膜新生血管动物模型的建立与鉴定 | 第83-85页 |
3.3.2 RNAi用于眼部新生血管性疾病的治疗 | 第85-86页 |
3.3.3 抑制眼部新生血管的基因转染方法 | 第86-89页 |
3.4 小结 | 第89-90页 |
全文结论 | 第90-91页 |
论文创新点 | 第91-92页 |
参考文献 | 第92-102页 |
发表论文和参加科研情况说明 | 第102-103页 |
综述 | 第103-123页 |
Reference | 第114-123页 |
致谢 | 第123页 |