| 中文摘要 | 第1-11页 |
| Abstract | 第11-13页 |
| 1 前言 | 第13-24页 |
| ·作物的抗旱机制研究 | 第14-17页 |
| ·渗透调节机制 | 第14页 |
| ·干旱胁迫诱导蛋白的研究 | 第14-15页 |
| ·干旱胁迫信号转导机制 | 第15-17页 |
| ·植物抗氧化防护系统的研究 | 第17-21页 |
| ·活性氧的产生及危害 | 第17-18页 |
| ·抗氧化保护酶类研究进展 | 第18-19页 |
| ·非酶类抗氧化物质研究进展 | 第19页 |
| ·抗氧化酶相关基因研究进展 | 第19-21页 |
| ·花生抗旱性与 SOD 研究 | 第21-22页 |
| ·花生野生种质资源的利用 | 第22-23页 |
| ·花生属植物的分类 | 第22-23页 |
| ·花生栽培种与二倍体野生种进化关系研究 | 第23页 |
| ·本研究的目的意义 | 第23-24页 |
| 2 材料与方法 | 第24-39页 |
| ·花生 Cu/Zn-SOD 基因 AhCSD1 和 AhCSD2 的克隆试验 | 第24-33页 |
| ·材料 | 第24-25页 |
| ·植物材料 | 第24-25页 |
| ·主要试剂 | 第25页 |
| ·方法 | 第25-33页 |
| ·花生 AhCSD1 和 AhCSD2 PCR 扩增引物的设计 | 第25页 |
| ·花生叶片总 RNA 的提取与检测 | 第25-27页 |
| ·RNA 的反转录 | 第27页 |
| ·花生 AhCSD1 和 AhCSD2 的 RT-PCR 扩增 | 第27-28页 |
| ·花生叶片基因组 DNA 的提取 | 第28-29页 |
| ·以 DNA 为模板 PCR 扩增花生 AhCSD1 和 AhCSD2 | 第29-30页 |
| ·目的基因的胶回收 | 第30-31页 |
| ·目的片段与 pEASY-T1 载体连接并转化大肠杆菌 | 第31-32页 |
| ·阳性重组子的鉴定和测序 | 第32页 |
| ·序列的生物信息学分析 | 第32-33页 |
| ·PEG 胁迫下花生 AhCSD2 的表达模式探究试验 | 第33-36页 |
| ·材料 | 第33页 |
| ·植物材料 | 第33页 |
| ·仪器试剂 | 第33页 |
| ·方法 | 第33-36页 |
| ·材料处理与取样 | 第33页 |
| ·SOD 活性测定 | 第33-34页 |
| ·不同品种功能叶总 RNA 的提取与反转录 | 第34页 |
| ·荧光定量 PCR 引物的设计 | 第34页 |
| ·Real-Time PCR 扩增体系的优化 | 第34-35页 |
| ·AhCSD2 基因 mRNA 相对表达量计算方法 | 第35-36页 |
| ·数据处理分析 | 第36页 |
| ·干旱胁迫下种质资源 SOD 活性与 AhCSD2 转录水平的表达量鉴定试验 | 第36-39页 |
| ·材料 | 第36-37页 |
| ·植物材料 | 第36-37页 |
| ·仪器试剂 | 第37页 |
| ·方法 | 第37-39页 |
| ·材料种植与处理 | 第37页 |
| ·SOD 活性与 AhCSD2 转录水平的表达量测定 | 第37页 |
| ·SOD 活性与 AhCSD2 转录水平的表达量评价 | 第37页 |
| ·品种的抗旱性鉴定 | 第37-38页 |
| ·数据处理分析 | 第38-39页 |
| 3 结果与分析 | 第39-70页 |
| ·花生 AhCSD1 的克隆及核苷酸序列多态性分析 | 第39-47页 |
| ·花生叶片总 RNA 的提取与 cDNA 第一条链的合成 | 第39页 |
| ·花生 AhCSD1 的克隆及测序 | 第39-41页 |
| ·山花 9 号 AhCSD1 序列分析 | 第41-45页 |
| ·cDNA 序列分析 | 第41页 |
| ·DNA 序列分析 | 第41-43页 |
| ·推导的氨基酸序列分析 | 第43-45页 |
| ·栽培品种 AhCSD1 等位基因差异及氨基酸序列分析 | 第45-46页 |
| ·花生栽培种与野生种 AhCSD1 核苷酸序列分析 | 第46-47页 |
| ·花生 AhCSD1 与其他植物细胞质 Cu/Zn-SOD 序列比对分析 | 第47页 |
| ·花生 AhCSD2 的克隆及序列分析 | 第47-62页 |
| ·AhCSD2 的电子克隆 | 第47-48页 |
| ·AhCSD2 的克隆及测序 | 第48-50页 |
| ·山花 11 号 AhCSD2 序列分析 | 第50-53页 |
| ·cDNA 序列分析 | 第50页 |
| ·DNA 序列分析 | 第50-53页 |
| ·栽培品种 AhCSD2 等位基因差异分析 | 第53-54页 |
| ·花生栽培种与野生种 AhCSD2 核苷酸序列分析 | 第54-55页 |
| ·花生 AhCSD2 推导的氨基酸序列分析 | 第55-62页 |
| ·亚细胞定位预测分析 | 第55-57页 |
| ·基本理化性质预测分析 | 第57页 |
| ·二级结构预测分析 | 第57-58页 |
| ·三维结构预测分析 | 第58-60页 |
| ·花生与其它植物叶绿体 Cu/Zn-SOD 序列比对分析 | 第60-62页 |
| ·PEG 胁迫下不同品种 AhCSD2 基因表达差异分析 | 第62-65页 |
| ·荧光定量 PCR 引物的检测 | 第62-63页 |
| ·AhCSD2 转录水平的表达量与 SOD 活性的相关分析 | 第63-65页 |
| ·AhCSD2 mRNA 相对表达水平差异分析 | 第63-64页 |
| ·SOD 活性的差异分析 | 第64-65页 |
| ·AhCSD2 转录水平的表达量与 SOD 活性的相关分析 | 第65页 |
| ·干旱胁迫下不同品种 SOD 活性与 AhCSD2 转录水平的表达量分析 | 第65-70页 |
| ·品种间 SOD 活性差异分析 | 第65-66页 |
| ·品种间 AhCSD2 转录水平的表达量的差异分析 | 第66-67页 |
| ·品种抗旱性鉴定分析 | 第67页 |
| ·SOD 活性和 AhCSD2 转录水平的表达量与品种抗旱性的相关分析 | 第67-70页 |
| 4 讨论 | 第70-73页 |
| ·花生区组 AhCSD1 与 AhCSD2 分子进化关系的探讨 | 第70页 |
| ·花生两条 AhCSD2 同源序列分析 | 第70-71页 |
| ·花生不同品种 SOD 活性差异机理 | 第71页 |
| ·花生 AhCSD2 转录水平的表达量与品种抗旱性的关系探讨 | 第71-73页 |
| 5 结论 | 第73-74页 |
| 参考文献 | 第74-80页 |
| 附录 常用试剂溶液配方 | 第80-82页 |
| 致谢 | 第82-83页 |
| 攻读学位期间发表论文情况 | 第83页 |
