摘要 | 第4-6页 |
ABSTRACT | 第6-8页 |
前言 | 第12-14页 |
1 材料、试剂和仪器 | 第14-20页 |
1.1 实验动物 | 第14页 |
1.2 主要试剂 | 第14-15页 |
1.3 主要试剂配制 | 第15-18页 |
1.3.1 1×磷酸缓冲盐溶液(PBS)的配制: | 第15页 |
1.3.2 1×Tris-Glycine缓冲溶液的配制: | 第15-16页 |
1.3.3 5×蛋白上样缓冲溶液的配制: | 第16页 |
1.3.4 SDS-PAGE电泳相关溶液的配制 | 第16-17页 |
1.3.5 12%分离胶(10ml)的配制: | 第17页 |
1.3.6 5%浓缩胶(3ml)的配制: | 第17页 |
1.3.7 1×SDS-PAGE转膜缓冲液的配制: | 第17-18页 |
1.3.8 1×TBST Buffer溶液的配制: | 第18页 |
1.3.9 免疫印迹相关溶液配制 | 第18页 |
1.3.10 柠檬酸钠缓冲液(0.01M,pH6.0,1000ml) | 第18页 |
1.4 主要实验仪器 | 第18-20页 |
2 实验方法与步骤 | 第20-32页 |
2.1 动物模型的建立 | 第20-21页 |
2.1.1 实验动物的饲养及分组 | 第20页 |
2.1.2 训练方案 | 第20页 |
2.1.3 补充实验 | 第20-21页 |
2.2 实验动物取材 | 第21页 |
2.2.1 主体实验动物取材 | 第21页 |
2.2.2 补充实验动物取材 | 第21页 |
2.3 ELISA检测肌肉组织中H2S的含量 | 第21-23页 |
2.3.1 样品的收集与处理 | 第21页 |
2.3.2 检测步骤 | 第21-23页 |
2.4 RT-PCR及REAL TIME-PCR检测相关基因MRNA的表达情况 | 第23-26页 |
2.4.1 组织总RNA的提取 | 第23页 |
2.4.2 RNA的纯化 | 第23-24页 |
2.4.3 逆转录生成c DNA第一链 | 第24页 |
2.4.4 RT-PCR | 第24-25页 |
2.4.5 琼脂糖凝胶电泳 | 第25页 |
2.4.6 Real Time-PCR | 第25-26页 |
2.5 蛋白免疫印记法(WESTERN BLOTTING)检测相关蛋白的表达 | 第26-29页 |
2.5.1 蛋白的提取 | 第26页 |
2.5.2 BCA法测定蛋白浓度 | 第26-27页 |
2.5.3 蛋白浓度的调节 | 第27页 |
2.5.4 SDS-PAGE凝胶电泳 | 第27-29页 |
2.6 免疫组化检测骨骼肌中CSE的分布与表达 | 第29-30页 |
2.7 统计学分析 | 第30-32页 |
3 结果 | 第32-40页 |
3.1 大鼠肥胖模型的建立 | 第32页 |
3.2 运动可降低肥胖大鼠体重增值 | 第32-33页 |
3.3 肥胖可降低大鼠骨骼肌中H_2S的含量 | 第33-34页 |
3.4 肥胖可降低大鼠骨骼肌中内源性H_2S合成酶CSE和CBS的mRNA表达量 | 第34-35页 |
3.5 肥胖可降低大鼠骨骼肌内源性H_2S合成酶CSE的蛋白表达量 | 第35页 |
3.6 运动可升高肥胖大鼠骨骼肌中H_2S含量 | 第35-36页 |
3.7 运动可升高肥胖大鼠骨骼肌中内源性H_2S合成酶CSE的mRNA表达量 | 第36-37页 |
3.8 运动可升高肥胖大鼠骨骼肌中内源性H_2S合成酶CSE的蛋白表达量 | 第37-38页 |
3.9 肥胖会升高大鼠骨骼肌中IL-6的mRNA表达量,而中等强度运动会使其降低 | 第38-39页 |
3.10 肥胖及中等强度运动对大鼠骨骼肌中IL-15的mRNA表达量没有影响 | 第39-40页 |
4 讨论 | 第40-44页 |
5 结论 | 第44-46页 |
参考文献 | 第46-50页 |
文献综述 | 第50-66页 |
1 肥胖与运动 | 第50-51页 |
2 新的气体信号分子硫化氢 | 第51-54页 |
2.1 H_2S的组织学分布 | 第51-52页 |
2.2 H_2S在体内的代谢 | 第52页 |
2.3 H_2S合成酶在骨骼肌中的表达 | 第52-53页 |
2.4 H_2S和肥胖 | 第53-54页 |
3 肌肉因子 | 第54-59页 |
3.1 肌肉因子IL-6 | 第54-56页 |
3.2 肌肉因子IL-15 | 第56-59页 |
参考文献 | 第59-66页 |
附录 | 第66-68页 |
致谢 | 第68-69页 |