| 摘要 | 第4-8页 |
| Abstract | 第8-11页 |
| 目录 | 第12-14页 |
| 专业名词缩写中英文对照表 | 第14-15页 |
| 1 前言 | 第15-18页 |
| 2 材料与方法 | 第18-29页 |
| 2.1 试剂与仪器 | 第18-21页 |
| 2.1.1 主要试剂 | 第18-20页 |
| 2.1.2 主要仪器 | 第20-21页 |
| 2.2 方法 | 第21-29页 |
| 2.2.1 动物及模型制备 | 第21页 |
| 2.2.2 动物模型检测指标 | 第21-22页 |
| 2.2.3 RPCs分离与培养 | 第22-23页 |
| 2.2.4 血浆、房水与细胞上清液ADMA水平的测定 | 第23-24页 |
| 2.2.5 细胞透性功能检测方案 | 第24页 |
| 2.2.6 RPCs凋亡的测定 | 第24页 |
| 2.2.7 细胞间通讯功能检测—细胞划痕实验法(SLDT) | 第24-25页 |
| 2.2.8 PCR检测DDAH1、DDAH2、Cx43以及EphA2 mRNA表达 | 第25-26页 |
| 2.2.9 Western blot检测DDAH1、DDAH2、Cx43和p-Cx43蛋白表达 | 第26-27页 |
| 2.2.10 细胞免疫荧光检测RPCs Cx43以及p-Cx43的表达 | 第27-28页 |
| 2.2.11 细胞转染 | 第28页 |
| 2.2.12 统计学分析 | 第28-29页 |
| 3 结果 | 第29-34页 |
| 3.1 建立Ⅰ型糖尿病大鼠模型 | 第29页 |
| 3.2 大鼠血－视网膜屏障功能变化 | 第29页 |
| 3.3 大鼠视网膜电镜图像 | 第29页 |
| 3.4 血浆、房水ADMA水平与血浆NO水平变化 | 第29页 |
| 3.5 大鼠RPCs鉴定 | 第29-30页 |
| 3.6 高糖对RPCs透性和凋亡功能的影响 | 第30页 |
| 3.6.1 高糖对RPCs透性的影响 | 第30页 |
| 3.6.2 高糖对RPCs凋亡的影响 | 第30页 |
| 3.7 高糖对RPCs分泌ADMA和NO的影响 | 第30页 |
| 3.8 外源性ADMA对RPCs透性和凋亡的影响 | 第30-31页 |
| 3.9 NO供体对ADMA诱导RPCs透性和凋亡的改变的影响 | 第31页 |
| 3.10 Cx43、p-Cx43的表达变化 | 第31-32页 |
| 3.10.1 视网膜组织中Cx43和p-Cx43的表达 | 第31页 |
| 3.10.2 高糖对Cx43和p-Cx43表达的影响 | 第31页 |
| 3.10.3 外源性ADMA对Cx43和p-Cx43表达的影响 | 第31页 |
| 3.10.4 NO供体对ADMA诱导的Cx43 mRNA表达变化的影响 | 第31-32页 |
| 3.11 高糖和外源性ADMA对细胞间通讯功能GJIC的影响 | 第32页 |
| 3.12 EphA2的表达变化 | 第32页 |
| 3.12.1 视网膜组织中EphA2的表达 | 第32页 |
| 3.12.2 高糖对EphA2表达的影响 | 第32页 |
| 3.12.3 外源性ADMA对EphA2表达的影响 | 第32页 |
| 3.12.4 NO供体对ADMA诱导的EphA2表达变化的影响 | 第32页 |
| 3.13 DDAH1、DDAH2及DDAH1+2 siRNA的原代大鼠RPCs的建立 | 第32-33页 |
| 3.14 DDAH siRNA对RPCs上清液中ADMA和NO水平的影响 | 第33页 |
| 3.15 DDAH siRNA对高糖诱导的RPCs透性和凋亡增加的影响 | 第33页 |
| 3.16 DDAH siRNA对高糖诱导的Cx43和p-Cx43表达下调的影响 | 第33页 |
| 3.17 DDAH siRNA对高糖诱导的EphA2表达上调的影响 | 第33-34页 |
| 附图 | 第34-50页 |
| 4 讨论 | 第50-53页 |
| 5 小结 | 第53-54页 |
| 6 结论 | 第54-55页 |
| 参考文献 | 第55-60页 |
| 综述 | 第60-69页 |
| 攻读学位期间主要的研究成果 | 第69-70页 |
| 致谢 | 第70页 |
