| 英文缩略词表 | 第11-13页 |
| 中文摘要 | 第13-18页 |
| 英文摘要 | 第18-23页 |
| 1 前言 | 第26-29页 |
| 2 实验材料 | 第29-33页 |
| 2.1 动物 | 第29页 |
| 2.2 药物 | 第29页 |
| 2.3 试剂 | 第29-31页 |
| 2.4 仪器与设备 | 第31-33页 |
| 3 实验方法 | 第33-47页 |
| 3.1 大鼠骨髓源DCs的分离与诱导 | 第33页 |
| 3.1.1 大鼠骨髓细胞的制备 | 第33页 |
| 3.1.2 大鼠骨髓源DCs的诱导 | 第33页 |
| 3.2 DCs的形态学观察与鉴定 | 第33-34页 |
| 3.3 大鼠AA模型的制备 | 第34页 |
| 3.4 实时荧光定量PCR(QRT-PCR)法检测EP mRNA的表达 | 第34-36页 |
| 3.4.1 总RNA的提取 | 第34页 |
| 3.4.2 样品中RNA逆转录为cDNA | 第34-35页 |
| 3.4.3 大鼠骨髓源DCs EP mRNA的引物 | 第35页 |
| 3.4.4 QRT-PCR检测EP1,EP2,EP3和EP4 mRNA的水平 | 第35-36页 |
| 3.5 DCs分泌炎症介质和细胞因子水平的检测 | 第36页 |
| 3.6 DCs的表型及功能检测 | 第36-38页 |
| 3.6.1 AA大鼠炎症不同阶段外周血DCs表型的检测 | 第36-37页 |
| 3.6.2 AA大鼠炎症不同阶段骨髓源DCs表型的检测 | 第37页 |
| 3.6.3 PGE2对骨髓源DCs表型影响的检测 | 第37页 |
| 3.6.4 DCs摄取抗原能力的检测 | 第37页 |
| 3.6.5 混合淋巴细胞反应(MLR) | 第37-38页 |
| 3.7 血清PGE2和TNF-α水平的检测 | 第38页 |
| 3.8 大鼠FLS的分离培养 | 第38页 |
| 3.9 流式细胞术检测FLS EP4的表达 | 第38页 |
| 3.10 流式细胞术检测FLS GRK2的表达 | 第38-39页 |
| 3.11 Western blot法检测EP4和GRK2的表达 | 第39-41页 |
| 3.11.1 FLS蛋白质的提取 | 第39页 |
| 3.11.2 蛋白质样本的定量 | 第39-40页 |
| 3.11.3 western blot的操作步骤 | 第40-41页 |
| 3.12 FLS增殖反应的测定 | 第41-42页 |
| 3.13 FLS内cAMP水平的检测 | 第42页 |
| 3.14 激光共聚焦显微镜法检测FLS中EP4和GRK2表达 | 第42页 |
| 3.15 免疫共沉淀法检测EP4和GRK2的共表达情况 | 第42-43页 |
| 3.15.1 试剂配制 | 第42-43页 |
| 3.15.2 样本制备 | 第43页 |
| 3.15.3 免疫共沉淀 | 第43页 |
| 3.15.4 洗涤 | 第43页 |
| 3.16 大鼠FLS GRK2的siRNA沉默 | 第43-45页 |
| 3.16.1 siRNA沉默方法 | 第43-44页 |
| 3.16.2 转染效率的鉴定 | 第44页 |
| 3.16.3 合成的siRNA序列 | 第44-45页 |
| 3.17 动物分组及给药方法 | 第45页 |
| 3.18 多发性关节炎指数测定 | 第45-46页 |
| 3.19 关节病理组织学观察 | 第46页 |
| 3.20 统计学分析 | 第46-47页 |
| 4 实验结果 | 第47-81页 |
| 4.1 PGE2信号对AA大鼠DCs功能的影响 | 第47-57页 |
| 4.1.1 DCs的形态学观察与鉴定 | 第47-48页 |
| 4.1.2 AA大鼠骨髓源DCs上EP及炎性细胞因子的变化 | 第48-49页 |
| 4.1.2.1 AA大鼠骨髓源DCs表面EP基因表达 | 第48页 |
| 4.1.2.2 AA大鼠炎症不同阶段骨髓源DCs分泌PGE2及TNF-α,IL-12和IL-23细胞因子的变化 | 第48-49页 |
| 4.1.3 AA大鼠炎症不同阶段DCs表型的变化 | 第49-52页 |
| 4.1.3.1 外周血DCs表型在AA病程中的变化 | 第49-51页 |
| 4.1.3.2 骨髓源DCs表型在AA病程中的变化 | 第51-52页 |
| 4.1.4 PGE2对DCs表型及功能的影响 | 第52-55页 |
| 4.1.4.1 PGE2对DCs表型的影响 | 第52-53页 |
| 4.1.4.2 PGE2对DCs抗原摄取功能的影响 | 第53-54页 |
| 4.1.4.3 PGE2对DCs分泌IL-23和IL-12的影响 | 第54-55页 |
| 4.1.4.4 PGE2处理的DCs与T细胞的混合淋巴细胞反应 | 第55页 |
| 4.1.5 PGE2促进DCs的成熟和活化与EP4-cAMP和PI3K关系 | 第55-57页 |
| 4.1.5.1 PGE2通过EP4-cAMP促进DCs的成熟和活化 | 第55-56页 |
| 4.1.5.2 PI3K信号对DCs功能的影响 | 第56-57页 |
| 4.2 PGE2信号对AA大鼠FLS功能的影响 | 第57-68页 |
| 4.2.1 AA大鼠炎症不同阶段PGE2和TNF-α的变化 | 第57-58页 |
| 4.2.2 PGE2对大鼠FLS异常增殖的影响 | 第58-59页 |
| 4.2.3 AA大鼠FLS EP4和GRK2表达的变化 | 第59-60页 |
| 4.2.4 PGE2刺激AA大鼠FLS后不同时间点EP4和GRK2表达变化 | 第60页 |
| 4.2.5 EP4激动剂刺激FLS后不同时间点EP4和GRK2胞膜表达变化 | 第60-62页 |
| 4.2.6 EP4激动剂刺激FLS后不同时间胞内cAMP水平变化 | 第62-63页 |
| 4.2.7 EP4和GRK2的相互作用 | 第63-65页 |
| 4.2.7.1 激光共聚焦显微镜观察EP4和GRK2的相互作用 | 第63-64页 |
| 4.2.7.2 免疫共沉淀法观察EP4和GRK2的相互作用 | 第64-65页 |
| 4.2.8 GRK2基因沉默对PGE2诱导的FLS的影响 | 第65-68页 |
| 4.2.8.1 FLS GRK2基因沉默siRNA序列的选择和鉴定 | 第65-66页 |
| 4.2.8.2 FLS GRK2基因沉默对PGE2诱导的FLS细胞增殖能力的影响 | 第66页 |
| 4.2.8.3 FLS GRK2基因沉默对PGE2诱导的FLS EP4胞膜变化的影响 | 第66-68页 |
| 4.2.8.4 FLS GRK2基因沉默对PGE2诱导的FLS细胞产生cAMP水平的影响 | 第68页 |
| 4.3 CP-25对AA大鼠的治疗作用及部分机制 | 第68-81页 |
| 4.3.1 CP-25对AA大鼠整体指标的影响 | 第68-74页 |
| 4.3.1.1 CP-25对AA大鼠多发性关节炎指数的影响 | 第68-70页 |
| 4.3.1.2 CP-25对AA大鼠踝关节病理改变的影响 | 第70-71页 |
| 4.3.1.3 CP-25对AA大鼠血清PGE2和TNF-α水平的影响 | 第71-72页 |
| 4.3.1.4 CP-25对AA大鼠FLS增殖能力的的影响 | 第72-73页 |
| 4.3.1.5 CP-25对AA大鼠DCs表型的的影响 | 第73-74页 |
| 4.3.2 CP-25体外用药对DCs表型及功能的影响 | 第74-77页 |
| 4.3.2.1 CP-25对PGE2处理的DCs抗原摄取功能的影响 | 第74-75页 |
| 4.3.2.2 CP-25对EP4激动剂处理的DCs表型的影响 | 第75页 |
| 4.3.2.3 CP-25对EP4激动剂处理的DCs与T细胞混合淋巴细胞反应的影响 | 第75-76页 |
| 4.3.2.4 CP-25对EP4激动剂处理的DCs分泌IL-23的影响 | 第76-77页 |
| 4.3.3 CP-25通过调节GRK2和EP4受体信号改善FLS功能 | 第77-81页 |
| 4.3.3.1 CP-25对PGE2诱导的大鼠FLS增殖能力的影响 | 第77页 |
| 4.3.3.2 CP-25对EP4激动剂诱导的大鼠FLS胞膜EP4和GRK2的影响 | 第77-79页 |
| 4.3.3.3 PGE2对FLS与DCs相互作用的影响及CP-25的作用 | 第79-81页 |
| 5 讨论 | 第81-89页 |
| 5.1 PGE2/EP4-cAMP信号介导的DCs功能异常参与了AA炎症反应 | 第81-85页 |
| 5.2 PGE2/EP4信号介导FLS功能异常参与了AA炎症反应 | 第85-87页 |
| 5.3 CP-25对AA大鼠的治疗作用可能与其控制GRK2过度活化有关 | 第87-89页 |
| 6 结论 | 第89-90页 |
| 7 下步工作设想 | 第90-91页 |
| 8 参考文献 | 第91-103页 |
| 附录 | 第103-105页 |
| 致谢 | 第105-108页 |
| 综述 | 第108-133页 |
| References | 第122-133页 |
