| 中文摘要 | 第7-9页 |
| 英文摘要 | 第9页 |
| 主要英文缩写词 | 第10-11页 |
| 前言 | 第11-14页 |
| 第一章 实验材料 | 第14-20页 |
| 1.1 主要仪器 | 第14-15页 |
| 1.2 主要试剂 | 第15-16页 |
| 1.3 主要耗材 | 第16-17页 |
| 1.4 试剂配置 | 第17-20页 |
| 第二章 实验方法 | 第20-34页 |
| 2.1 HEI-OC-1细胞培养条件 | 第20页 |
| 2.2 HEI-OC-1细胞传代 | 第20页 |
| 2.3 HEI-OC-1细胞冻存 | 第20页 |
| 2.4 HEI-OC-1细胞复苏 | 第20-21页 |
| 2.5 HEI-OC-1细胞免疫荧光染色 | 第21页 |
| 2.6 新生鼠耳蜗培养 | 第21-22页 |
| 2.7 新生鼠耳蜗铺片免疫荧光 | 第22页 |
| 2.8 成年鼠耳蜗铺片免疫荧光 | 第22-23页 |
| 2.9 小鼠耳蜗冷冻切片免疫荧光 | 第23-24页 |
| 2.10 耳蜗毛细胞RNA提取 | 第24-25页 |
| 2.11 HEI-OC-1细胞RNA提取 | 第25页 |
| 2.12 RT-PCR和qPCR | 第25-28页 |
| 2.13 PCR | 第28页 |
| 2.14 新生鼠耳蜗基底膜蛋白提取 | 第28-29页 |
| 2.15 HEI-OC-1细胞蛋白提取 | 第29页 |
| 2.16 Western blot | 第29-30页 |
| 2.17 TUNEL染色 | 第30页 |
| 2.18 siRNA转染HEI-OC-1细胞 | 第30-31页 |
| 2.19 流式细胞检测细胞凋亡率和坏死率 | 第31页 |
| 2.20 CCK-8检测细胞活力 | 第31-32页 |
| 2.21 TMRE免疫荧光染色 | 第32页 |
| 2.22 TMRE流式细胞分析 | 第32页 |
| 2.23 Mito-Sox免疫荧光染色 | 第32页 |
| 2.24 Mito-Sox流式细胞分析 | 第32-33页 |
| 2.25 统计学分析方法 | 第33-34页 |
| 第三章 实验路线 | 第34-36页 |
| 技术路线1 | 第34页 |
| 技术路线2 | 第34-35页 |
| 技术路线3 | 第35-36页 |
| 第四章 实验结果 | 第36-70页 |
| 4.1 ARC在新生鼠和成年鼠耳蜗毛细胞上存在表达 | 第36-37页 |
| 4.2 ARC在HEI-OC-1细胞上存在表达 | 第37-39页 |
| 4.3 新霉素作用后耳蜗毛细胞内ARC的表达量下降 | 第39-43页 |
| 4.4 HEI-OC-I细胞对新霉素作用浓度和作用时间有依赖性 | 第43-46页 |
| 4.5 新霉素作用后HEI-OC-1细胞内ARC表达下降 | 第46-50页 |
| 4.6 siRNA抑制HEI-OC-1细胞ARC表达的效率 | 第50-52页 |
| 4.7 ARC表达抑制后在无新霉素作用下HEI-OC-1细胞凋亡和坏死无变化 | 第52-54页 |
| 4.8 ARC表达抑制后在新霉素作用下HEI-OC-1细胞凋亡和坏死增加 | 第54-59页 |
| 4.9 ARC表达抑制后在新霉素作用下HEI-OC-1细胞凋亡因子变化 | 第59-62页 |
| 4.10 ARC表达抑制后在新霉素作用下HEI-OC-1细胞线粒体膜电位下降 | 第62-66页 |
| 4.11 ARC表达抑制后在新霉素作用下HEI-OC-1细胞ROS增加 | 第66-69页 |
| 4.12 ARC表达抑制后在新霉素作用下HEI-OC-1细胞氧化因子平衡失调 | 第69-70页 |
| 第五章 讨论 | 第70-73页 |
| 第六章 实验总结 | 第73-74页 |
| 参考文献 | 第74-78页 |
| 文献综述 | 第78-90页 |
| 参考文献 | 第85-90页 |
| 博士期间发表的论文 | 第90-91页 |
| 致谢 | 第91页 |
