| 致谢 | 第1-5页 |
| 中文摘要 | 第5-12页 |
| Abstract | 第12-22页 |
| 绪论 | 第22-25页 |
| 第一部分 全反式维甲酸促进CDK2泛素化降解及机制研究 | 第25-65页 |
| ·引言 | 第25-27页 |
| ·实验材料与仪器 | 第27-32页 |
| ·细胞株和质粒 | 第27页 |
| ·药物与主要试剂 | 第27-30页 |
| ·仪器 | 第30-32页 |
| ·实验方法 | 第32-39页 |
| ·细胞培养 | 第32页 |
| ·流式细胞术检测NB4和U937细胞表面分化抗原CD11b表达情况 | 第32页 |
| ·吉姆萨染色观察AML细胞核形态变化 | 第32页 |
| ·细胞周期检测 | 第32-33页 |
| ·Western Blotting检测相关蛋白 | 第33-34页 |
| ·Real-time PCR测定细胞相关基因表达水平的变化 | 第34-35页 |
| ·免疫荧光法观察CDK2和Ub在细胞内的共定位情况 | 第35-36页 |
| ·免疫沉淀检测CDK2和Ub相互作用 | 第36页 |
| ·pET-28b-CDK2-HA质粒构建 | 第36页 |
| ·pCMV-neo-Bam-CDK2(T160A)-HA质粒点突变 | 第36-37页 |
| ·脂质体转染 | 第37页 |
| ·体外表达重组CDK2蛋白 | 第37-38页 |
| ·体外泛素化降解实验 | 第38页 |
| ·数据分析 | 第38-39页 |
| ·实验结果 | 第39-63页 |
| ·药物诱导AML细胞分化和G0/G1期阻滞过程中CDK2发生明显下调 | 第39-45页 |
| ·AML细胞分化过程中CDK2的下调依赖于蛋白酶体通路 | 第45-49页 |
| ·CDK2在不同体系中通过泛素蛋白酶体途径发生降解 | 第49-54页 |
| ·ATRA诱导AML细胞分化过程中促进CDK2通过UPS途径降解 | 第54-57页 |
| ·CDK2苏氨酸160位点磷酸化水平对CDK2泛素化的影响 | 第57-63页 |
| ·讨论 | 第63-65页 |
| 第二部分 CDK2降解在全反式维甲酸诱导急性髓性白血病细胞分化中的作用及机制研究 | 第65-91页 |
| ·引言 | 第65-68页 |
| ·实验材料与仪器 | 第68-70页 |
| ·细胞株和质粒 | 第68页 |
| ·药物与主要试剂 | 第68-69页 |
| ·仪器 | 第69-70页 |
| ·实验方法 | 第70-74页 |
| ·细胞培养 | 第70页 |
| ·台盼蓝拒染法检测细胞增殖活性 | 第70页 |
| ·NBT细胞还原能力测定 | 第70页 |
| ·流式细胞术检测细胞表面CD11b分化抗原表达情况 | 第70页 |
| ·吉姆萨染色观察细胞核形态变化 | 第70-71页 |
| ·流式细胞术检测细胞周期分布情况 | 第71页 |
| ·Real-time PCR检测细胞内相关基因表达水平 | 第71页 |
| ·Western-blot检测相关蛋白 | 第71页 |
| ·脂质体转染 | 第71页 |
| ·慢病毒颗粒的包装、滴度测定及细胞转染 | 第71-73页 |
| ·制备核抽提样本 | 第73页 |
| ·数据分析 | 第73-74页 |
| ·实验结果 | 第74-88页 |
| ·shRNA-CDK2质粒转染对COS-7细胞CDK2表达水平的影响 | 第74页 |
| ·CDK2蛋白水平下降对ATRA诱导AML细胞分化的影响 | 第74-79页 |
| ·CDK2蛋白水平下调协同ATRA诱导AML细胞分化的机制研究 | 第79-88页 |
| 参考文献 | 第88-91页 |
| 综述 | 第91-109页 |
| 1. 髓系细胞发育过程中的重要转录因子 | 第91-97页 |
| 2. 转录因子失调与髓性白血病 | 第97-101页 |
| 3. 转录因子和肿瘤治疗 | 第101-104页 |
| 参考文献 | 第104-109页 |
| 作者简历及在学期间所取得的科研成果 | 第109-111页 |
