| 本论文创新点 | 第5-6页 |
| 摘要 | 第6-8页 |
| ABSTRACT | 第8-10页 |
| 引言 | 第14-16页 |
| 1 绪论 | 第16-46页 |
| 1.1 DNA的结构 | 第16页 |
| 1.2 DNA损伤因素和类型 | 第16-19页 |
| 1.2.1 DNA自发性损伤 | 第16-17页 |
| 1.2.2 DNA物理性损伤 | 第17-18页 |
| 1.2.3 DNA化学性损伤 | 第18-19页 |
| 1.3 光化学介导ROS诱导DNA损伤研究现状 | 第19-32页 |
| 1.3.1 生物体内ROS的性质和作用 | 第19页 |
| 1.3.2 ROS的检测手段 | 第19-22页 |
| 1.3.3 光化学介导ROS研究现状 | 第22-26页 |
| 1.3.4 DNA氧化损伤研究现状 | 第26-32页 |
| 1.4 DNA损伤文献计量学分析 | 第32-43页 |
| 1.4.1 文献基本特性分析 | 第33-34页 |
| 1.4.2 期刊分布分析 | 第34-35页 |
| 1.4.3 关键词分析 | 第35-37页 |
| 1.4.4 学科类别分析 | 第37-38页 |
| 1.4.5 合作性分析 | 第38-41页 |
| 1.4.6 作者文献产量和地区影响力分析 | 第41-43页 |
| 1.5 论文研究目的、思路和内容 | 第43-46页 |
| 2 DNA及其含氮碱基光化学损伤历程和规律研究 | 第46-58页 |
| 2.1 前言 | 第46页 |
| 2.2 实验部分 | 第46-50页 |
| 2.2.1 试剂与仪器 | 第46-47页 |
| 2.2.2 光化学反应装置 | 第47-48页 |
| 2.2.3 光化学材料的制备与表征 | 第48-49页 |
| 2.2.4 构建DNA及其碱基光化学氧化损伤体系 | 第49页 |
| 2.2.5 氧自由基的分析方法 | 第49页 |
| 2.2.6 HPLC分析DNA及其碱基氧化损伤历程 | 第49-50页 |
| 2.2.7 计算方法 | 第50页 |
| 2.3 结果与讨论 | 第50-57页 |
| 2.3.1 光化学材料的表征 | 第50-52页 |
| 2.3.2 对比不同光化学介导ROS的差异 | 第52-54页 |
| 2.3.3 光源、光化学材料和碱基的相关性 | 第54-56页 |
| 2.3.4 光源、光化学材料和DNA的相关性 | 第56-57页 |
| 2.4 本章小结 | 第57-58页 |
| 3 可见光辐照α-Fe_2O_3介导·OH诱导DNA损伤机理 | 第58-70页 |
| 3.1 前言 | 第58-59页 |
| 3.2 实验部分 | 第59-60页 |
| 3.2.1 试剂与仪器 | 第59页 |
| 3.2.2 构建α-Fe_2O_3光化学诱导DNA氧化损伤体系 | 第59页 |
| 3.2.3 LC-MS分析DNA氧化损伤中间产物 | 第59-60页 |
| 3.2.4 H_2O_2相对浓度分析方法 | 第60页 |
| 3.2.5 HMO法研究DNA链上碱基量化参数与氧化损伤活性的关系 | 第60页 |
| 3.3 结果与讨论 | 第60-68页 |
| 3.3.1 α-Fe_2O_3光化学诱导DNA氧化损伤历程 | 第60-61页 |
| 3.3.2 LC-MS分析α-Fe_2O_3光化学诱导DNA氧化损伤中间产物 | 第61-62页 |
| 3.3.3 α-Fe_2O_3光化学H_2O_2浓度变化 | 第62-63页 |
| 3.3.4 α-Fe_2O_3光化学·OH浓度变化 | 第63页 |
| 3.3.5 α-Fe_2O_3光化学诱导DNA氧化损伤机理 | 第63-65页 |
| 3.3.6 碱基化学键的键能 | 第65-66页 |
| 3.3.7 碱基电荷密度和自由价 | 第66页 |
| 3.3.8 碱基超离域度 | 第66-68页 |
| 3.3.9 碱基轨道参数 | 第68页 |
| 3.4 本章小结 | 第68-70页 |
| 4 BiOBr光化学介导O_2~(-·)和·OH诱导DNA损伤机理 | 第70-81页 |
| 4.1 前言 | 第70页 |
| 4.2 实验部分 | 第70-71页 |
| 4.2.1 试剂与仪器 | 第71页 |
| 4.2.2 构建BiOBr光化学诱导DNA损伤体系 | 第71页 |
| 4.2.3 凝胶电泳分析DNA氧化损伤历程 | 第71页 |
| 4.3 结果与讨论 | 第71-79页 |
| 4.3.1 BiOBr光化学诱导DNA损伤历程 | 第71-72页 |
| 4.3.2 LC-MS分析BiOBr光化学诱导DNA损伤中间产物 | 第72-74页 |
| 4.3.3 BiOBr光化学介导氧自由基的分析 | 第74-76页 |
| 4.3.4 BiOBr光化学H_2O_2相对浓度变化 | 第76-77页 |
| 4.3.5 BiOBr光化学诱导DNA损伤机理 | 第77-79页 |
| 4.4 本章小结 | 第79-81页 |
| 5 紫外光辐照BiOBr光化学诱导鸟嘌呤氧化损伤机理 | 第81-91页 |
| 5.1 前言 | 第81-82页 |
| 5.2 实验部分 | 第82-83页 |
| 5.2.1 试剂与仪器 | 第82页 |
| 5.2.2 构建UV/BiOBr光化学诱导鸟嘌呤氧化损伤体系 | 第82页 |
| 5.2.3 分析方法 | 第82-83页 |
| 5.3 结果与讨论 | 第83-89页 |
| 5.3.1 鸟嘌呤氧化损伤历程 | 第83-85页 |
| 5.3.2 LC-MS分析鸟嘌呤氧化损伤中间产物 | 第85-86页 |
| 5.3.3 UV/BiOBr光化学介导氧自由基的分析 | 第86-88页 |
| 5.3.4 鸟嘌呤氧化损伤机理 | 第88-89页 |
| 5.4 本章小结 | 第89-91页 |
| 6 不同介质中UV/TiO_2诱导嘧啶碱基氧化损伤机理 | 第91-105页 |
| 6.1 前言 | 第91页 |
| 6.2 实验部分 | 第91-92页 |
| 6.2.1 试剂与仪器 | 第91-92页 |
| 6.2.2 构建嘧啶碱基光化学氧化损伤体系 | 第92页 |
| 6.2.3 分析方法 | 第92页 |
| 6.3 结果与讨论 | 第92-104页 |
| 6.3.1 嘧啶碱基光化学氧化损伤历程 | 第92-93页 |
| 6.3.2 LC-MS分析嘧啶碱基光化学氧化损伤中间产物 | 第93-97页 |
| 6.3.3 不同介质中UV/TiO_2介导氧自由基的分析 | 第97-100页 |
| 6.3.4 ROS拮抗剂抑制胸腺嘧啶光化学氧化损伤 | 第100-101页 |
| 6.3.5 嘧啶碱基光化学氧化损伤机理 | 第101-104页 |
| 6.4 本章小结 | 第104-105页 |
| 7 结论与建议 | 第105-107页 |
| 7.1 主要结论 | 第105-106页 |
| 7.2 有待进一步研究的问题 | 第106-107页 |
| 参考文献 | 第107-123页 |
| 攻博期间发表的科研成果目录 | 第123-124页 |
| 致谢 | 第124页 |
