| 符号说明 | 第4-9页 |
| 中文摘要 | 第9-11页 |
| Abstract | 第11-12页 |
| 1 前言 | 第13-32页 |
| 1.1 植物顶端分生组织 | 第13-17页 |
| 1.1.1 茎端分生组织的发育 | 第14页 |
| 1.1.2 根端分生组织的发育 | 第14-15页 |
| 1.1.3 顶端分生组织与器官发生 | 第15-17页 |
| 1.2 茎端分生组织 | 第17-25页 |
| 1.2.1 茎端分生组织的结构 | 第17-19页 |
| 1.2.2 茎端分生组织起始和维持的分子调控 | 第19-25页 |
| 1.2.2.1 WUS对茎端分生组织干细胞活性的调节 | 第19-22页 |
| 1.2.2.2 WUS-CLV3反馈调节机制调控茎端分生组织干细胞的活性 | 第22-23页 |
| 1.2.2.3 STM对茎端分生组织干细胞活性的调节 | 第23-24页 |
| 1.2.2.4 茎端分生组织干细胞活性的基因调控网络 | 第24-25页 |
| 1.3 根端分生组织 | 第25-28页 |
| 1.3.1 根端分生组织的结构 | 第25-26页 |
| 1.3.2 根端分生组织干细胞活性的分子调控 | 第26-28页 |
| 1.4 可逆糖基化多肽RGP1和RGP2的研究进展 | 第28-30页 |
| 1.5 本研究的目的与意义 | 第30-32页 |
| 2 材料与方法 | 第32-58页 |
| 2.1 实验材料 | 第32-35页 |
| 2.1.1 植物材料与其生长条件 | 第32页 |
| 2.1.2 菌株与载体 | 第32页 |
| 2.1.3 酶、生化试剂及仪器 | 第32-33页 |
| 2.1.4 培养基与缓冲液的配方 | 第33-34页 |
| 2.1.5 引物 | 第34-35页 |
| 2.2 实验方法 | 第35-58页 |
| 2.2.1 基因组DNA的提取 | 第35页 |
| 2.2.2 基因组DNA的纯化 | 第35-36页 |
| 2.2.3 表达载体构建 | 第36-41页 |
| 2.2.3.1 PCR扩增 | 第36页 |
| 2.2.3.2 目的片段的回收与纯化 | 第36-37页 |
| 2.2.3.3 连接反应 | 第37-38页 |
| 2.2.3.4 大肠杆菌感受态细胞的制备 | 第38-39页 |
| 2.2.3.5 连接产物转化 | 第39页 |
| 2.2.3.6 DNA序列测定 | 第39-40页 |
| 2.2.3.7 高纯度小提质粒 | 第40页 |
| 2.2.3.8 质粒DNA的酶切鉴定 | 第40-41页 |
| 2.2.4 农杆菌GV3101感受态细胞的制备及遗传转化 | 第41-42页 |
| 2.2.4.1 感受态细胞的制备方法 | 第41页 |
| 2.2.4.2 冻融法转化农杆菌 | 第41-42页 |
| 2.2.5 拟南芥的遗传转化 | 第42页 |
| 2.2.6 微分干涉差显微观察拟南芥胚胎 | 第42-43页 |
| 2.2.7 总RNA的提取与纯化 | 第43-44页 |
| 2.2.7.1 Trizol法提取总RNA | 第43-44页 |
| 2.2.7.2 RNA中基因组DNA的去除 | 第44页 |
| 2.2.8 合成反转录cDNA第一链 | 第44-45页 |
| 2.2.9 实时定量PCR | 第45-46页 |
| 2.2.10 共聚焦显微镜的观察和图像处理 | 第46页 |
| 2.2.11 FM4-64 染色 | 第46页 |
| 2.2.12 蛋白表达纯化 | 第46-48页 |
| 2.2.12.1 GST-RGP蛋白的表达纯化 | 第46-47页 |
| 2.2.12.2 His-WUS蛋白的表达纯化 | 第47-48页 |
| 2.2.13 Pull-down实验 | 第48页 |
| 2.2.14 免疫共沉淀实验 | 第48-50页 |
| 2.2.14.1 免疫共沉淀实验的步骤 | 第48-49页 |
| 2.2.14.2 免疫共沉淀实验中所用的试剂配方 | 第49-50页 |
| 2.2.15 聚丙烯酰胺凝胶电泳 | 第50-52页 |
| 2.2.15.1 凝胶的配制 | 第50-51页 |
| 2.2.15.2 蛋白胶的染色 | 第51-52页 |
| 2.2.16 Western-blot实验 | 第52页 |
| 2.2.17 GUS染色分析 | 第52-53页 |
| 2.2.18 GUS染色后的石蜡切片 | 第53-54页 |
| 2.2.19 原位杂交分析 | 第54-57页 |
| 2.2.19.1 材料的固定 | 第54页 |
| 2.2.19.2 材料的包埋 | 第54-55页 |
| 2.2.19.3 切片 | 第55页 |
| 2.2.19.4 脱蜡、消化、乙酰化和杂交 | 第55-56页 |
| 2.2.19.5 洗片 | 第56页 |
| 2.2.19.6 信号检测 | 第56-57页 |
| 2.2.20 扫描电子显微镜的观察 | 第57-58页 |
| 3 结果与分析 | 第58-74页 |
| 3.1 RGP1和RGP2蛋白与WUS蛋白存在直接相互作用 | 第58-59页 |
| 3.1.1 Co-IP实验证明RGP1和RGP2蛋白与WUS直接相互作用 | 第58页 |
| 3.1.2 Pull-down实验证明RGP1和RGP2蛋白与WUS直接相互作用 | 第58-59页 |
| 3.2 RGP1和RGP2在茎端分生组织中的表达模式 | 第59-61页 |
| 3.2.1 RGP1基因的表达模式 | 第59-60页 |
| 3.2.2 RGP2基因的表达模式 | 第60-61页 |
| 3.3 RGP1和RGP2调控茎端分生组织的发育 | 第61-63页 |
| 3.3.1 RGP1和RGP2调控幼苗茎端的发育 | 第61-62页 |
| 3.3.2 RGP1和RGP2调控茎端分生组织的形态建成 | 第62-63页 |
| 3.4 RGP1和RGP2调控茎端分生组织相关基因的表达 | 第63-67页 |
| 3.4.1 RGP1和RGP2功能缺失后WUS表达模式的分析 | 第63-64页 |
| 3.4.2 RGP1和RGP2功能缺失后STM表达模式的分析 | 第64-65页 |
| 3.4.3 RGP1和RGP2功能缺失后CLV3表达模式的分析 | 第65-66页 |
| 3.4.4 RGP1和RGP2参与调节WUS下游靶基因的转录 | 第66-67页 |
| 3.5 RGP1和RGP2调控根端分生组织的发育 | 第67-70页 |
| 3.5.1 RGP1和RGP2基因在根端分生组织中的表达模式 | 第67页 |
| 3.5.2 RGP1和RGP2调控幼苗根端的发育 | 第67-68页 |
| 3.5.3 RGP1和RGP2调控根端分生组织的形态建成 | 第68-70页 |
| 3.5.4 RGP1和RGP2功能缺失后WOX5表达模式的分析 | 第70页 |
| 3.6 RGP1和RGP2影响合子胚的发生和种子的发育过程 | 第70-74页 |
| 3.6.1 RGP1和RGP2基因在胚珠和胚中的表达模式 | 第70-71页 |
| 3.6.2 RGP1和RGP2调控胚胎发生过程 | 第71-72页 |
| 3.6.3 RGP1和RGP2影响种子的发育 | 第72-74页 |
| 4 讨论 | 第74-81页 |
| 4.1 RGP1和RGP2通过与WUS相互作用来调控茎端分生组织的结构和功能 | 第74-76页 |
| 4.2 RGP1和RGP2蛋白可能通过影响WUS糖基化修饰来调节茎端分生组织的发育 | 第76-78页 |
| 4.3 RGP1和RGP2蛋白参与调控植物的多个发育过程 | 第78-81页 |
| 5 结论 | 第81-82页 |
| 参考文献 | 第82-90页 |
| 致谢 | 第90页 |
