| 摘要 | 第2-5页 |
| abstract | 第5-7页 |
| 引言 | 第11页 |
| 第一章 功能肽构建靶向性聚乙烯亚胺衍生物的策略 | 第11-19页 |
| 1.1 聚乙烯亚胺（polyethylenimine,PEI）的特性及应用障碍 | 第12-14页 |
| 1.2 对PEI进行修饰，构建功能性衍生物 | 第14-17页 |
| 1.2.1 连接壳聚糖增强生物相容性 | 第14-15页 |
| 1.2.2 连接特异性靶向肽增强靶向性 | 第15-16页 |
| 1.2.3 连接核定位信号肽增强核递送能力 | 第16-17页 |
| 1.3 结语 | 第17-19页 |
| 第二章 OTMCS-PEI-K12的合成与表征 | 第19-27页 |
| 2.1 材料与仪器 | 第21页 |
| 2.1.1 材料 | 第21页 |
| 2.1.2 仪器 | 第21页 |
| 2.2 实验方法 | 第21-23页 |
| 2.2.1 双功能肽K12的构建 | 第21-22页 |
| 2.2.2 OTMCS-PEI-K12的合成 | 第22-23页 |
| 2.2.2.1 两亲性壳聚糖OTMCS的合成 | 第22页 |
| 2.2.2.2 低分子量聚乙烯亚胺的修饰OTMCS-PEI | 第22-23页 |
| 2.2.2.3 OTMCS-PEI-K12的合成 | 第23页 |
| 2.3 结果与讨论 | 第23-26页 |
| 2.3.1 双功能肽K12的构建 | 第23-24页 |
| 2.3.2 OTMCS-PEI-K12的合成 | 第24-26页 |
| 2.3.2.1 OTMCS-PEI-K12的~1H-NMR(400M Hz)分析 | 第24-25页 |
| 2.3.2.2 OTMCS-PEI-K12的质谱分析（MALDI-TOFMS） | 第25-26页 |
| 2.4 结论 | 第26-27页 |
| 第三章 OTMCS-PEI-K12理化性质 | 第27-40页 |
| 3.1 试剂与仪器 | 第27-28页 |
| 3.1.1 试剂 | 第27页 |
| 3.1.2 仪器 | 第27-28页 |
| 3.2 实验方法 | 第28-31页 |
| 3.2.1 OTMCS-PEI-K12缓冲能力考查 | 第28页 |
| 3.2.2 琼脂糖凝胶阻滞分析 | 第28-29页 |
| 3.2.3 以SEM观察OTMCS-PEI-K12/DNA复合物形态 | 第29页 |
| 3.2.4 OTMCS-PEI-K12/DNA复合物粒径、Zeta考查 | 第29页 |
| 3.2.5 OTMCS-PEI-K12抗DNaseⅠ降解能力 | 第29-30页 |
| 3.2.6 OTMCS-PEI-K12抗肝素钠解离能力 | 第30页 |
| 3.2.7 OTMCS-PEI-K12细胞毒性 | 第30-31页 |
| 3.2.7.1 OTMCS-PEI-K12水解能力 | 第30页 |
| 3.2.7.2 OTMCS-PEI-K12体外细胞毒性 | 第30-31页 |
| 3.3 结果与讨论 | 第31-39页 |
| 3.3.1 OTMCS-PEI-K12缓冲能力考查 | 第31-32页 |
| 3.3.2 琼脂糖凝胶电泳阻滞分析 | 第32-33页 |
| 3.3.3 OTMCS-PEI-K12/DNA复合物形态观察 | 第33-35页 |
| 3.3.4 OTMCS-PEI-K12/DNA复合物粒径、Zeta电位考查 | 第35页 |
| 3.3.5 OTMCS-PEI-K12抗DNaseⅠ降解能力 | 第35-36页 |
| 3.3.6 OTMCS-PEI-K12抗肝素钠解离能力 | 第36-37页 |
| 3.3.7 OTMCS-PEI-K12细胞毒性 | 第37-39页 |
| 3.3.7.1 OTMCS-PEI-K12降解能力 | 第37-38页 |
| 3.3.7.2 OTMCS-PEI-K12体外细胞毒性 | 第38-39页 |
| 3.4 结论 | 第39-40页 |
| 第四章 OTMCS-PEI-K12体外转染与胞内转移机制初探 | 第40-57页 |
| 4.1 试剂与仪器 | 第40-41页 |
| 4.1.1 试剂 | 第40页 |
| 4.1.2 仪器 | 第40-41页 |
| 4.2 实验方法 | 第41-45页 |
| 4.2.1 质粒的抽提与纯化 | 第41-42页 |
| 4.2.1.1 培养基配置 | 第41页 |
| 4.2.1.2 质粒的重组与扩增 | 第41页 |
| 4.2.1.3 质粒的大量抽提 | 第41-42页 |
| 4.2.2 pEGFP-N报告基因体外转染 | 第42-43页 |
| 4.2.2.1 考察PEI 2kDa与PEI 25kDa在B16及U87中的转染效率 | 第42页 |
| 4.2.2.2 考察OTMCS-PEI-K12在B16、U87及OTMCS-PEI在U87中的转染 | 第42页 |
| 4.2.2.3 考察不同K12投料比的OTMCS-PEI-K12在U87中的转染 | 第42页 |
| 4.2.2.4 细胞培养 | 第42-43页 |
| 4.2.3 pGL3-Control报告基因体外转染 | 第43页 |
| 4.2.4 胞内转移机制初探 | 第43-45页 |
| 4.2.4.1 胞内转运抑制剂选择 | 第44页 |
| 4.2.4.2 抑制剂对转染的影响 | 第44-45页 |
| 4.3 结果与讨论 | 第45-55页 |
| 4.3.1 质粒的抽提与纯化结果 | 第45页 |
| 4.3.2 以pEGFP-N为报告基因定性考察聚合物体外转染 | 第45-50页 |
| 4.3.2.1 PEI 2kDa与PEI 25kDa在B16及U87中的转染效率 | 第45-47页 |
| 4.3.2.2 OTMCS-PEI-K12-2 在B16、U87及OTMCS-PEI在U87中的转染效率 | 第47-48页 |
| 4.3.2.3 不同K12投料比的OTMCS-PEI-K12在U87中的转染效率 | 第48-50页 |
| 4.3.3 以pGL3-Control为报告基因定量考察OTMCS-PEI-K12体外转染情况 | 第50-52页 |
| 4.3.4 胞内转移机制初探 | 第52-55页 |
| 4.4 结论 | 第55-57页 |
| 第五章 引入治疗基因考察OTMCS-PEI-K12体内转染效果 | 第57-65页 |
| 5.1 材料与仪器 | 第57-58页 |
| 5.1.1 材料 | 第57页 |
| 5.1.2 仪器 | 第57页 |
| 5.1.3 动物饲料 | 第57页 |
| 5.1.4 实验动物及饲养条件 | 第57-58页 |
| 5.2 实验方法 | 第58-59页 |
| 5.2.1 U87肿瘤小鼠构建 | 第58页 |
| 5.2.2 U87瘤鼠分组与给药 | 第58-59页 |
| 5.2.3 数据统计 | 第59页 |
| 5.3 结果与讨论 | 第59-63页 |
| 5.3.1 不同给药方式及剂量对瘤鼠体重、瘤径、瘤重、寿命、存活率的影响 | 第59-62页 |
| 5.3.2 不同剂量及给药方式在肿瘤中诱导细胞凋亡的情况 | 第62-63页 |
| 5.4 实验结论 | 第63-65页 |
| 全文总结 | 第65-67页 |
| 参考文献 | 第67-72页 |
| 致谢 | 第72-73页 |
| 硕士期间研究成果与奖励 | 第73页 |
