| 摘要 | 第5-7页 |
| ABSTRACT | 第7-9页 |
| 第一章 综述 | 第13-49页 |
| 1.1 ALS概述 | 第13页 |
| 1.2 SOD1突变体引起运动神经元毒性机制的研究进展 | 第13-15页 |
| 1.2.1 SOD1突变体的毒性：获得性毒性而不是丧失了SOD1功能 | 第13-14页 |
| 1.2.2 SOD1突变体的毒性机制 | 第14-15页 |
| 1.2.3 小结 | 第15页 |
| 1.3 自噬的过程、功能及与人类疾病的关系 | 第15-31页 |
| 1.3.1 自噬-溶酶体降解与泛素-蛋白酶体降解的比较 | 第16-18页 |
| 1.3.2 自噬过程 | 第18-25页 |
| 1.3.3 自噬功能的研究进展 | 第25-27页 |
| 1.3.4 自噬与人类疾病 | 第27-31页 |
| 1.3.5 展望 | 第31页 |
| 1.4 FUS作为ALS致病蛋白的发现及功能研究进展 | 第31-37页 |
| 1.4.1 FUS的结构和核酸特性 | 第32-33页 |
| 1.4.2 FUS蛋白的修饰调控 | 第33-34页 |
| 1.4.3 FUS蛋白的功能 | 第34-36页 |
| 1.4.4 ALS相关FUS：失去功能或获得性毒性 | 第36-37页 |
| 1.4.5 展望 | 第37页 |
| 1.5 SMN复合体及Gemin3功能研究进展 | 第37-48页 |
| 1.5.1 SMN复合体组成 | 第37-39页 |
| 1.5.2 U snRNP 的组装 | 第39-42页 |
| 1.5.3 SMN复合体决定U snRNP组装的特异性 | 第42-43页 |
| 1.5.4 SMN复合体的其它功能 | 第43-45页 |
| 1.5.5 Gemin3及其结合蛋白 | 第45-48页 |
| 1.6 研究目的与意义 | 第48-49页 |
| 第二章 SOD1野生型及ALS相关突变体在细胞内表达的比较 | 第49-56页 |
| 2.1 前言 | 第49页 |
| 2.2 实验仪器 | 第49-50页 |
| 2.3 实验材料与方法 | 第50-51页 |
| 2.3.1 质粒构建 | 第50页 |
| 2.3.2 细胞培养及转染 | 第50页 |
| 2.3.3 荧光显微镜观察 | 第50页 |
| 2.3.4 细胞裂解及差速离心分离细胞的不同组分 | 第50-51页 |
| 2.3.5 SDS-PAGE及Western杂交 | 第51页 |
| 2.3.6 图像分析及数据处理 | 第51页 |
| 2.4 实验结果 | 第51-54页 |
| 2.4.1 野生型与突变体SOD1在细胞内表达的比较 | 第51-52页 |
| 2.4.2 EGFP标签的野生型和突变体SOD1荧光强度的比较 | 第52-53页 |
| 2.4.3 EGFP-SOD1突变体在胞质中形成大的聚集体 | 第53页 |
| 2.4.4 EGFP-SOD1突变体形成去垢剂不溶性部分 | 第53-54页 |
| 2.5 讨论 | 第54-56页 |
| 第三章 ALS相关SOD1突变体的自噬性降解 | 第56-71页 |
| 3.1 前言 | 第56-57页 |
| 3.2 实验仪器 | 第57-58页 |
| 3.3 实验材料与方法 | 第58-60页 |
| 3.3.1 质粒构建 | 第58页 |
| 3.3.2 细胞培养 | 第58-59页 |
| 3.3.3 细胞转染及药物处理 | 第59页 |
| 3.3.4 细胞裂解及差速离心分离细胞的去垢剂不溶部分 | 第59页 |
| 3.3.5 Western杂交分析 | 第59页 |
| 3.3.6 荧光显微镜观察 | 第59-60页 |
| 3.3.7 统计分析 | 第60页 |
| 3.4 实验结果 | 第60-69页 |
| 3.4.1 诱导自噬促进SOD1降解 | 第60-63页 |
| 3.4.2 抑制自噬小体的形成导致SOD1的降解受阻 | 第63-64页 |
| 3.4.3 抑制自噬小体-溶酶体的融合阻碍SOD1的降解 | 第64-66页 |
| 3.4.4 抑制溶酶体中的组织蛋白酶活性导致SOD1发生堆积 | 第66-67页 |
| 3.4.5 利用双荧光标签观察活细胞中SOD1的自噬性降解 | 第67-69页 |
| 3.5 讨论 | 第69-71页 |
| 第四章 SOD1 突变体对自噬活性的影响 | 第71-79页 |
| 4.1 前言 | 第71页 |
| 4.2 实验动物 | 第71页 |
| 4.3 实验仪器 | 第71-72页 |
| 4.4 实验材料与方法 | 第72-73页 |
| 4.4.1 质粒构建 | 第72页 |
| 4.4.2 细胞培养与转染 | 第72页 |
| 4.4.3 细胞裂解与组织匀浆 | 第72-73页 |
| 4.4.4 免疫共沉淀(Co-IP) | 第73页 |
| 4.4.5 Western杂交分析 | 第73页 |
| 4.4.6 图像分析及数据处理 | 第73页 |
| 4.5 实验结果 | 第73-77页 |
| 4.5.1 Western杂交分析转基因小鼠脊髓中LC3Ⅱ的表达水平 | 第73-74页 |
| 4.5.2 细胞内过表达SOD1 G93A活化自噬 | 第74-76页 |
| 4.5.3 SOD1 G93A活化自噬可能机制的研究 | 第76-77页 |
| 4.6 讨论 | 第77-79页 |
| 第五章 Gemin3作为ALS相关FUS蛋白的结合蛋白的鉴定 | 第79-99页 |
| 5.1 前言 | 第79-80页 |
| 5.2 实验仪器 | 第80-81页 |
| 5.3 实验材料与方法 | 第81-85页 |
| 5.3.1 质粒构建 | 第81页 |
| 5.3.2 细胞培养与转染 | 第81-82页 |
| 5.3.3 液相色谱-质谱联用鉴定Gemin3是FUS的结合蛋白 | 第82页 |
| 5.3.4 蛋白质聚集化分析 | 第82页 |
| 5.3.5 免疫共沉淀(Co-IP),RNA免疫沉淀(RIP),GST pulldown及Western杂交分析 | 第82-83页 |
| 5.3.6 Northern 杂交 | 第83-84页 |
| 5.3.7 激光共聚焦显微镜观察 | 第84页 |
| 5.3.8 体内剪接实验 | 第84页 |
| 5.3.9 反转录PCR | 第84-85页 |
| 5.3.10 图像分析及数据处理 | 第85页 |
| 5.4 实验结果 | 第85-96页 |
| 5.4.1 FUS与Gemin3相互作用 | 第85-87页 |
| 5.4.2 FUS与Gemin3结合区段的确定 | 第87-89页 |
| 5.4.3 Gemin3被包裹进FUS突变体形成的胞质聚集体 | 第89-92页 |
| 5.4.4 ALS相关FUS突变体使更多的Gemin3在去垢剂不溶性部分发生堆积 | 第92-93页 |
| 5.4.5 过表达FUS△32导致细胞内U snRNP水平下调 | 第93-94页 |
| 5.4.6 FUS突变体改变E1A基因的5’剪接位点的选择 | 第94-96页 |
| 5.5 讨论 | 第96-99页 |
| 第六章 结论 | 第99-100页 |
| 参考文献 | 第100-119页 |
| 缩略词 | 第119-120页 |
| 致谢 | 第120-121页 |
| 作者简介 | 第121页 |
