| 摘要 | 第3-4页 |
| Abstract | 第4-5页 |
| 缩略词 | 第6-12页 |
| 第一章 文献综述 | 第12-30页 |
| 1.1 黄瓜花叶病毒研究进展 | 第12-16页 |
| 1.1.1 黄瓜花叶病毒在植物检疫中的地位 | 第12页 |
| 1.1.2 黄瓜花叶病毒的生物学特性 | 第12-13页 |
| 1.1.3 病毒编码的蛋白功能以及在病毒致病中的作用 | 第13-16页 |
| 1.2 植物RNA病毒侵染性克隆构建的研究进展 | 第16-19页 |
| 1.2.1 植物RNA病毒侵染性克隆的发展 | 第16-18页 |
| 1.2.2 植物RNA病毒侵染性克隆构建 | 第18-19页 |
| 1.3 病毒与寄主互作的研究进展 | 第19-30页 |
| 1.3.1 病毒完成侵染过程需要寄主因子的参与 | 第19-22页 |
| 1.3.2 病毒侵染引起寄主症状的产生机制 | 第22-27页 |
| 1.3.3 病毒与寄主互作研究方法 | 第27-30页 |
| 第二章 CMV-M RNA1侵染性cDNA克隆构建 | 第30-41页 |
| 2.1 实验材料 | 第30页 |
| 2.1.1 毒源和寄主材料 | 第30页 |
| 2.1.2 试剂和酶 | 第30页 |
| 2.2 实验方法 | 第30-34页 |
| 2.2.1 TRIZOL法提取植物总RNA | 第30-31页 |
| 2.2.2 RT-PCR反应 | 第31页 |
| 2.2.3 切胶回收及TA克隆 | 第31-32页 |
| 2.2.4 酶切反应,去磷酸化以及连接反应 | 第32-33页 |
| 2.2.5 转化与摇菌 | 第33页 |
| 2.2.6 质粒提取与测序 | 第33-34页 |
| 2.2.7 体外转录与接种 | 第34页 |
| 2.2.8 病毒粒子提取 | 第34页 |
| 2.3 T7启动子控制下的RNA1侵染性克隆构建 | 第34-36页 |
| 2.3.1 CMV-M RNA1侵染性克隆构建 | 第34-36页 |
| 2.3.2 RNA1侵染性cDNA克隆活性验证 | 第36页 |
| 2.4 结果与分析 | 第36-39页 |
| 2.4.1 pM1载体构建 | 第36-38页 |
| 2.4.2 侵染性克隆活性验证 | 第38-39页 |
| 2.5 结论与讨论 | 第39-41页 |
| 第三章 CMV-M致病因子的研究 | 第41-51页 |
| 3.1 实验方法 | 第41-42页 |
| 3.1.1 重叠延伸PCR技术 | 第41页 |
| 3.1.2 定点突变技术 | 第41-42页 |
| 3.3 2b突变体构建 | 第42-45页 |
| 3.3.1 pM2~(Δ2b)构建 | 第43-44页 |
| 3.3.2 pM2~(m2b)构建 | 第44-45页 |
| 3.4 CP突变体构建 | 第45-47页 |
| 3.4.1 pM3~(FCP)构建 | 第45-46页 |
| 3.4.2 pM3~(CP129)构建 | 第46-47页 |
| 3.5 CMV-M三条基因组对病毒致病性影响 | 第47页 |
| 3.6 CP对病毒致病性影响 | 第47-49页 |
| 3.7 2b对病毒致病性影响 | 第49页 |
| 3.8 结论与讨论 | 第49-51页 |
| 第四章 CP亚细胞定位研究 | 第51-59页 |
| 4.1 实验材料 | 第51页 |
| 4.2 实验方法 | 第51-52页 |
| 4.2.1 农杆菌感受态细胞制备 | 第51页 |
| 4.2.2 农杆菌侵染 | 第51-52页 |
| 4.2.3 激光共聚焦显微镜观察 | 第52页 |
| 4.3 载体构建 | 第52-53页 |
| 4.3.1 构建带GFP基因的侵染性克隆pM3~(GFP) | 第52页 |
| 4.3.2 瞬时表达载体pCP/GFP构建 | 第52页 |
| 4.3.3 瞬时表达载体pGFP/CP构建 | 第52-53页 |
| 4.3.4 体外转录接种 | 第53页 |
| 4.3.5 瞬时表达 | 第53页 |
| 4.4 实验结果 | 第53-57页 |
| 4.4.1 pM3~(GFP)体外转录结果 | 第53-54页 |
| 4.4.2 明脉症状分析 | 第54-55页 |
| 4.4.3 pGFP-CP亚细胞定位 | 第55-57页 |
| 4.4.4 pCP-GFP亚细胞定位 | 第57页 |
| 4.5 结论与讨论 | 第57-59页 |
| 第五章 病毒与寄主的互作 | 第59-80页 |
| 5.1 实验材料 | 第59页 |
| 5.1.1 菌株与载体 | 第59页 |
| 5.1.2 培养基与试剂 | 第59页 |
| 5.2 实验方法 | 第59-65页 |
| 5.2.1 文库构建 | 第59页 |
| 5.2.2 文库转化到大肠杆菌 | 第59-60页 |
| 5.2.3 库容量的鉴定 | 第60页 |
| 5.2.4 载体构建 | 第60-61页 |
| 5.2.5 酵母感受态制备 | 第61页 |
| 5.2.6 诱饵质粒自身激活报告基因的检测 | 第61页 |
| 5.2.7 酵母双杂交筛选 | 第61-62页 |
| 5.2.8 目的基因鉴定 | 第62页 |
| 5.2.9 酵母质粒提取 | 第62-63页 |
| 5.2.10 双分子荧光技术 | 第63页 |
| 5.2.11 亚细胞定位 | 第63页 |
| 5.2.12 植物总蛋白提取技术 | 第63-64页 |
| 5.2.13 Western-blot技术 | 第64页 |
| 5.2.14 VIGS技术 | 第64-65页 |
| 5.3 实验结果 | 第65-77页 |
| 5.3.1 cDNA文库的库容量鉴定 | 第65页 |
| 5.3.2 库容量鉴定 | 第65-66页 |
| 5.3.3 自主激活验证 | 第66-67页 |
| 5.3.4 酵母双杂交筛选 | 第67页 |
| 5.3.5 目的基因ORF克隆 | 第67-68页 |
| 5.3.6 FdI自主激活活性验证 | 第68-69页 |
| 5.3.7 回转验证 | 第69页 |
| 5.3.8 FdI与CP在植物细胞中的互作鉴定 | 第69-71页 |
| 5.3.9 FdI信号肽鉴定 | 第71-73页 |
| 5.3.10 FdI信号肽与CP互作鉴定 | 第73-74页 |
| 5.3.11 FdI与Fny-CP和Q-CP互作鉴定 | 第74-75页 |
| 5.3.12 CMV侵染引起FdI表达降低 | 第75-76页 |
| 5.3.13 VIGS诱导FdI基因沉默后烟草症状 | 第76-77页 |
| 5.4 结论与讨论 | 第77-80页 |
| 第六章 寄主抗性因子的筛选 | 第80-88页 |
| 6.1 实验材料 | 第80页 |
| 6.2 实验方法 | 第80-83页 |
| 6.2.1 植物高分子量RNA的提取和分离 | 第80-81页 |
| 6.2.2 高分子RNA的Northern-blot | 第81-82页 |
| 6.2.3 突变体杂合度PCR检测 | 第82页 |
| 6.2.4 突变体是否为隐形基因鉴定 | 第82页 |
| 6.2.5 Gateway克隆原理与操作 | 第82页 |
| 6.2.6 转基因拟南芥技术 | 第82-83页 |
| 6.3 实验结果 | 第83-86页 |
| 6.3.1 突变体筛选 | 第83-85页 |
| 6.3.2 78突变体的表型特征 | 第85页 |
| 6.3.3 78突变体基因鉴定 | 第85页 |
| 6.3.4 78突变体纯合度鉴定 | 第85-86页 |
| 6.4 结论与讨论 | 第86-88页 |
| 第七章 结论与展望 | 第88-90页 |
| 7.1 结论 | 第88-89页 |
| 7.2 展望 | 第89-90页 |
| 参考文献 | 第90-99页 |
| 致谢 | 第99-100页 |
| 附录Ⅰ 引物序列 | 第100-103页 |
| 附录Ⅱ 酵母双杂交筛选结果 | 第103-104页 |
| 附录Ⅲ 酵母双杂交筛选到的互作因子序列 | 第104-108页 |
| 个人简历 | 第108页 |
