| 中文摘要 | 第4-5页 |
| abstract | 第5-6页 |
| 引言 | 第12-13页 |
| 第一篇 文献综述 | 第13-21页 |
| 1.EPO简介 | 第13-18页 |
| 1.1 EPO分子的生物学特征 | 第13-14页 |
| 1.1.1 EPO基因组结构特征 | 第13页 |
| 1.1.2 EPO蛋白的分子结构 | 第13-14页 |
| 1.2 EPO的生理作用 | 第14-15页 |
| 1.3 EPO的临床作用 | 第15-16页 |
| 1.3.1 EPO在肾脏中的多效性 | 第15-16页 |
| 1.3.2 EPO在大脑和心血管系统中保护作用 | 第16页 |
| 1.4 重组EPO药物的发展 | 第16-18页 |
| 2.启动子简介 | 第18-21页 |
| 2.1 启动子对表达的影响 | 第18-19页 |
| 2.2 启动子的结构 | 第19-20页 |
| 2.3 EF1α启动子的应用 | 第20-21页 |
| 第二篇 研究内容 | 第21-51页 |
| 第1章 EF1α启动子效率的研究 | 第21-34页 |
| 1.1 材料 | 第21-24页 |
| 1.1.1 实验细胞与质粒 | 第21页 |
| 1.1.2 实验材料与试剂 | 第21-22页 |
| 1.1.3 实验设备 | 第22-23页 |
| 1.1.4 主要培养基和试剂的配制 | 第23-24页 |
| 1.2 试验方法 | 第24-29页 |
| 1.2.1 EF1α启动子引物设计 | 第24页 |
| 1.2.2 人、猪,仓鼠基因组的获取 | 第24-25页 |
| 1.2.3 启动子片段的扩增 | 第25页 |
| 1.2.4 萤火虫荧光素酶报告基因载体的构建 | 第25-27页 |
| 1.2.5 pGL4.20luc-EF1α、phRG-TK质粒纯化 | 第27页 |
| 1.2.6 电转染细胞 | 第27-28页 |
| 1.2.7 双荧光素酶报告基因检测 | 第28-29页 |
| 1.3 结果 | 第29-33页 |
| 1.3.1 EF1α启动子片段的扩增 | 第29-30页 |
| 1.3.2 pGL4.20luc-EF1α载体的构建 | 第30-31页 |
| 1.3.3 双荧光素酶检测 | 第31-33页 |
| 1.4 讨论 | 第33页 |
| 1.5 小结 | 第33-34页 |
| 第2章 高效EF1α启动子在EPO表达上的应用 | 第34-51页 |
| 2.1 材料 | 第34-36页 |
| 2.1.1 实验细胞与质粒 | 第34页 |
| 2.1.2 实验材料与试剂 | 第34页 |
| 2.1.3 主要培养基及试剂的配置 | 第34-36页 |
| 2.2 实验方法 | 第36-45页 |
| 2.2.1 细胞培养及处理 | 第36页 |
| 2.2.2 引物设计 | 第36-37页 |
| 2.2.3 人胚胎肝脏总RNA获取 | 第37-39页 |
| 2.2.4 目的基因EPO、EF1α1、EF1α2的获取 | 第39-40页 |
| 2.2.5 PIRES-EF1α1-EPO-DHFR、PIRES-EF1α1-EPO-DHFR载体构建 | 第40-41页 |
| 2.2.6 转染实验 | 第41页 |
| 2.2.7 挑取单克隆细胞 | 第41-42页 |
| 2.2.8 MTX加压筛选 | 第42页 |
| 2.2.9 总RNA的提取 | 第42页 |
| 2.2.10 RT-PCR检测细胞mRNA的表达量 | 第42-43页 |
| 2.2.11 细胞上清EPO蛋白检测 | 第43-45页 |
| 2.3 结果 | 第45-50页 |
| 2.3.1 EPO基因片段的扩增 | 第45页 |
| 2.3.2 EF1α1、EF1α2启动子基因片段的扩增 | 第45-46页 |
| 2.3.3 PIRES-EF1α1-EPO-DHFR、PIRES-EF1α1-EPO-DHFR载体构建 | 第46-47页 |
| 2.3.4 RT-PCR检测细胞mRNA的表达量 | 第47-48页 |
| 2.3.5 细胞上清EPO蛋白检测 | 第48-50页 |
| 2.4 讨论 | 第50页 |
| 2.5 小结 | 第50-51页 |
| 结论 | 第51-52页 |
| 参考文献 | 第52-59页 |
| 导师简介 | 第59-60页 |
| 作者简介及在学期间所发表的学术成果 | 第60-61页 |
| 致谢 | 第61页 |
