| 摘要 | 第3-5页 |
| abstract | 第5-6页 |
| 缩略词表 | 第9-10页 |
| 1 前言 | 第10-17页 |
| 1.1 研究意义 | 第10页 |
| 1.2 研究背景 | 第10-15页 |
| 1.2.1 年龄相关性黄斑变性 | 第10-12页 |
| 1.2.2 UCP2作为抗氧化蛋白的应用 | 第12-14页 |
| 1.2.3 PEDF的应用现状 | 第14-15页 |
| 1.3 国内外研究现状 | 第15-17页 |
| 2 材料与方法 | 第17-29页 |
| 2.1 实验材料 | 第17-20页 |
| 2.1.1 实验细胞 | 第17页 |
| 2.1.2 实验动物 | 第17页 |
| 2.1.3 实验试剂 | 第17-18页 |
| 2.1.4 实验仪器 | 第18-19页 |
| 2.1.5 引物及内参的设计 | 第19页 |
| 2.1.6 实验试剂的配制 | 第19-20页 |
| 2.2 实验方法 | 第20-28页 |
| 2.2.1 细胞培养 | 第20-21页 |
| 2.2.2 建立细胞氧化损伤模型 | 第21页 |
| 2.2.3 建立动物氧化损伤模型 | 第21页 |
| 2.2.4 检测细胞生长曲线 | 第21-22页 |
| 2.2.5 CCK-8检测细胞活性 | 第22-23页 |
| 2.2.6 LDH法检测细胞毒性 | 第23页 |
| 2.2.7 PI | 第23-24页 |
| 2.2.8 RT-PCR技术检测基因caspase3、Bax、bcl 2和UCP2在mRNA水平的表达情况 | 第24-26页 |
| 2.2.9 RPE细胞和组织免疫荧光染色 | 第26-27页 |
| 2.2.10 石蜡切片和HE染色 | 第27-28页 |
| 2.3 统计分析方法 | 第28-29页 |
| 3 结果 | 第29-41页 |
| 3.1 H_2O_2诱导下ARPE-19细胞的活性 | 第29-30页 |
| 3.2 PEDF能够影响氧化损伤下ARPE-19细胞的活性 | 第30-33页 |
| 3.3 PEDF调控参与细胞凋亡的基因 | 第33-35页 |
| 3.4 RT-PCR和Real-time PCR检测不同处理组中ARPE-19细胞中UCP2的表达情况 | 第35-36页 |
| 3.5 PEDF增强RPE细胞和组织中UCP2免疫荧光强度 | 第36-38页 |
| 3.6 PEDF能够保护氧化损伤下的RPE组织 | 第38-41页 |
| 4 讨论 | 第41-45页 |
| 4.1 氧化应激损伤在AMD发病过程中的作用 | 第41-42页 |
| 4.2 UCP2在氧化应激损伤下的RPE细胞和RPE组织中的表达 | 第42-43页 |
| 4.3 PEDF对氧化应激损伤下RPE细胞和RPE组织的影响 | 第43-45页 |
| 5 结论 | 第45-46页 |
| 6 展望 | 第46-47页 |
| 致谢 | 第47-49页 |
| 参考文献 | 第49-56页 |
| 攻读学位期间取得的研究成果 | 第56页 |
