| 摘要 | 第4-6页 |
| Abstract | 第6-7页 |
| 英文缩略词 | 第12-14页 |
| 第一章 文献综述 | 第14-42页 |
| 1.1 盐胁迫研究进展 | 第14-19页 |
| 1.1.1 盐胁迫对植物生长发育的影响 | 第14页 |
| 1.1.2 植物对盐胁迫的响应机制 | 第14-18页 |
| 1.1.3 植物对盐胁迫的耐受机制 | 第18-19页 |
| 1.2 植物钙信号简介 | 第19-29页 |
| 1.2.1 植物胞内钙离子的平衡及钙库 | 第19-21页 |
| 1.2.2 植物胞内钙离子转运系统简介 | 第21-25页 |
| 1.2.3 植物胞内钙信号的解码与传递 | 第25-27页 |
| 1.2.4 植物中钙信号参与的非生物胁迫响应 | 第27-29页 |
| 1.3 植物质膜H~+-ATPase研究进展 | 第29-36页 |
| 1.3.1 植物质膜H~+-ATPase简介 | 第29-30页 |
| 1.3.2 植物质膜H~+-ATPase家族及生物学功能 | 第30-34页 |
| 1.3.3 植物质膜H~+-ATPase活性的调控机制 | 第34-36页 |
| 1.4 植物14-3-3蛋白家族研究进展 | 第36-40页 |
| 1.4.1 14-3-3蛋白家族简介 | 第36-37页 |
| 1.4.2 14-3-3蛋白参与的信号转导途径 | 第37-40页 |
| 1.5 本研究的目的及意义 | 第40-42页 |
| 第二章 实验材料和方法 | 第42-67页 |
| 2.1 实验材料 | 第42-45页 |
| 2.1.1 植物材料 | 第42页 |
| 2.1.2 常用菌株和载体 | 第42页 |
| 2.1.3 酶和试剂 | 第42-43页 |
| 2.1.4 主要仪器设备 | 第43-45页 |
| 2.2 常用培养基及溶液配制 | 第45-50页 |
| 2.2.1 常用培养基配制 | 第45-46页 |
| 2.2.2 常用抗生素配制 | 第46页 |
| 2.2.3 植物培养相关溶液的配置 | 第46页 |
| 2.2.4 碱裂解法小提质粒DNA | 第46-47页 |
| 2.2.5 核酸电泳相关溶液的配置 | 第47页 |
| 2.2.6 蛋白免疫印迹相关溶液配置 | 第47-48页 |
| 2.2.7 原核蛋白表达纯化相关溶液配置 | 第48页 |
| 2.2.8 H~+及Na~+流速测定相关溶液配置 | 第48-49页 |
| 2.2.9 拟南芥质膜微囊提取及质膜H~+-ATPase活性测定相关试剂配制 | 第49-50页 |
| 2.2.10 其它试剂与溶液配置 | 第50页 |
| 2.3 实验方法 | 第50-63页 |
| 2.3.1 植物材料的培养 | 第51页 |
| 2.3.2 拟南芥有性杂交 | 第51页 |
| 2.3.3 感受态细胞的制备及电击转化 | 第51-52页 |
| 2.3.4 碱裂解法提取质粒DNA | 第52页 |
| 2.3.5 载体构建 | 第52-54页 |
| 2.3.6 原核蛋白的表达与纯化 | 第54-55页 |
| 2.3.7 酵母转化实验 | 第55-56页 |
| 2.3.8 TRIzol法提取植物总RNA | 第56-57页 |
| 2.3.9 拟南芥基因组DNA的提取 | 第57-58页 |
| 2.3.10 拟南芥突变体材料鉴定 | 第58页 |
| 2.3.11 双分子荧光互补实验(BiFC) | 第58-59页 |
| 2.3.12 荧光素酶互补实验(LCI) | 第59页 |
| 2.3.13 拟南芥质膜微囊的提取 | 第59-60页 |
| 2.3.14 质膜H~+-ATPase (PM H~+-ATPase)活性的测定 | 第60页 |
| 2.3.15 体外磷酸化实验 | 第60-61页 |
| 2.3.16 免疫共沉淀 | 第61页 |
| 2.3.17 拟南芥根部Na~+/H~+流速检测 | 第61-62页 |
| 2.3.18 体外pull-down实验 | 第62页 |
| 2.3.19 微量热涌动(MST)实验 | 第62-63页 |
| 2.3.20 拟南芥胁迫处理实验 | 第63页 |
| 2.4 所用载体及引物 | 第63-67页 |
| 第三章 结果与分析 | 第67-100页 |
| 3.1 前言 | 第67-68页 |
| 3.2 SOS2互作蛋白激酶的分析与验证 | 第68-69页 |
| 3.2.1 质谱分析SOS2互作蛋白激酶 | 第68页 |
| 3.2.2 蛋白激酶PKS5与SOS2相互作用验证 | 第68-69页 |
| 3.3 PKS5磷酸化SOS2 Ser~(294)位点 | 第69-71页 |
| 3.3.1 体外磷酸化实验检测PKS5对SOS2的磷酸化 | 第69-70页 |
| 3.3.2 质谱分析PKS5磷酸化SOS2 Ser~(294)位点 | 第70-71页 |
| 3.4 PKS5增强14-3-3s与SOS2的相互作用 | 第71-73页 |
| 3.4.1 体外pull-down实验表明PKS5增强14-3-3λ与SOS2-JD的相互作用 | 第71-72页 |
| 3.4.2 体内Co-IP实验表明PKS5增强14-3-3λ与SOS2的相互作用 | 第72-73页 |
| 3.4.3 荧光素酶互补实验(LCI)表明PKS5增强14-3-3λ与SOS2的相互作用 | 第73页 |
| 3.5 PKS5通过14-3-3s负调控SOS2的激酶活性 | 第73-77页 |
| 3.5.1 体外磷酸化实验表明PKS5负调控SOS2的激酶活性 | 第74页 |
| 3.5.2 SCaBP8磷酸化抗体检测PKS5突变体中SOS2的激酶活性 | 第74-75页 |
| 3.5.3 酵母系统中检测PKS5对SOS2活性的调节 | 第75-77页 |
| 3.6 PKS5负调控拟南芥对盐胁迫的响应过程 | 第77-80页 |
| 3.6.1 PKS5不同形式的突变体在盐胁迫下的表型分析 | 第77-79页 |
| 3.6.2 拟南芥中过表达SOS2~(S294A)能部分回复pks5-4突变体的盐敏感表型 | 第79-80页 |
| 3.7 盐胁迫增强14-3-3s与PKS5的相互作用 | 第80-83页 |
| 3.7.1 盐胁迫下PKS5激酶活性降低 | 第80-81页 |
| 3.7.2 盐胁迫下14-3-3s与PKS5相互作用增强 | 第81-83页 |
| 3.8 14-3-3蛋白负调控PKS5的激酶活性 | 第83-88页 |
| 3.8.1 14-3-3λ和14-3-3κ抑制PKS5激酶活性 | 第83-85页 |
| 3.8.2 14-3-3λ和14-3-3κ负调控质膜H~+-ATPase活性 | 第85-86页 |
| 3.8.3 14-3-3λ和14-3-3κ不直接调控AHA2质膜H~+-ATPase活性 | 第86-88页 |
| 3.9 拟南芥中14-3-3s在碱胁迫耐受过程对PKS5的调控是必需的 | 第88-91页 |
| 3.9.1 拟南芥中过表达14-3-3λ能部分回复pks5-4碱敏感表型 | 第88-89页 |
| 3.9.2 拟南芥pks5-1突变体中过表达14-3-3λ不改变质膜H~+-ATPase活性 | 第89-91页 |
| 3.10 拟南芥中14-3-3s识别并解码盐胁迫诱导产生的钙信号 | 第91-95页 |
| 3.10.1 拟南芥中14-3-3λ和14-3-3κ能够结合钙离子 | 第91-93页 |
| 3.10.2 钙离子影响14-3-3λ对SOS2和PKS5的激酶活性调节 | 第93-95页 |
| 3.11 拟南芥中14-3-3λ的钙离子结合位点分析与作用 | 第95-100页 |
| 3.11.1 拟南芥中14-3-3λ的钙离子结合位点分析 | 第95-96页 |
| 3.11.2 拟南芥14-3-3λ~(G216A)与SOS2和PKS5互作分析 | 第96-98页 |
| 3.11.3 拟南芥14-3-3λ~(G216A)对SOS2和PKS5激酶活性的影响 | 第98-100页 |
| 第四章 讨论与结论 | 第100-106页 |
| 4.1 分析与讨论 | 第100-104页 |
| 4.1.1 PKS5中14-3-3蛋白磷酸化结合位点分析 | 第101-102页 |
| 4.1.2 拟南芥14-3-3蛋白对PKS5和SOS2激酶活性调节分析 | 第102-103页 |
| 4.1.3 盐胁迫影响拟南芥质膜H~+-ATPase活性 | 第103-104页 |
| 4.1.4 14-3-3蛋白对SOS1 Na~+/H~+转运活性以及质膜H~+-ATPase活性调控 | 第104页 |
| 4.2 结论 | 第104-106页 |
| 参考文献 | 第106-125页 |
| 致谢 | 第125-127页 |
| 个人简历 | 第127页 |
