中文摘要 | 第4-6页 |
Abstract | 第6-7页 |
缩略语/符号说明 | 第12-13页 |
前言 | 第13-17页 |
研究现状、成果 | 第13-16页 |
研究目的、方法 | 第16-17页 |
一、大鼠BMSCs的分离、培养、鉴定及Noggin、BDNF基因转染 | 第17-39页 |
1.1 对象和方法 | 第17-26页 |
1.1.1 实验动物 | 第17页 |
1.1.2 主要仪器 | 第17页 |
1.1.3 主要试剂及耗材 | 第17-19页 |
1.1.4 实验试剂配置方法 | 第19-20页 |
1.1.5 大鼠BMSCs的分离、培养和鉴定 | 第20-23页 |
1.1.6 Noggin、BDNF基因转染BMSCs | 第23-26页 |
1.1.7 统计学分析 | 第26页 |
1.2 结果 | 第26-34页 |
1.2.1 大鼠BMSCs的分离和培养 | 第26页 |
1.2.2 大鼠BMSCs的生长曲线 | 第26-27页 |
1.2.3 台盼蓝拒染法测定细胞活力 | 第27页 |
1.2.4 大鼠BMSCs的鉴定 | 第27-31页 |
1.2.5 重组腺病毒介导Noggin、BDNF转染BMSCs及转染效率的测定 | 第31-33页 |
1.2.6 Western blotting法检测目的蛋白的表达 | 第33-34页 |
1.3 讨论 | 第34-38页 |
1.3.1 大鼠BMSCs的分离、培养和鉴定方法 | 第34-35页 |
1.3.2 Noggin和BDNF对BMSCs存活和分化的作用 | 第35-37页 |
1.3.3 神经营养因子基因修饰BMSCs治疗神经系统疾病的研究现状 | 第37-38页 |
1.4 小结 | 第38-39页 |
二、Noggin、BDNF基因修饰的BMSCs、HSYA和rTMS对VaD大鼠空间记忆和VEGF表达的影响 | 第39-64页 |
2.1 对象和方法 | 第39-47页 |
2.1.1 实验动物 | 第39页 |
2.1.2 主要仪器 | 第39页 |
2.1.3 主要试剂及耗材 | 第39-41页 |
2.1.4 实验试剂配置方法 | 第41页 |
2.1.5 实验方法 | 第41-47页 |
2.2 结果 | 第47-55页 |
2.2.1 水迷宫实验 | 第47-50页 |
2.2.2 Western blotting检测海马区VEGF的表达 | 第50页 |
2.2.3 海马区HE染色 | 第50页 |
2.2.4 免疫组化检测海马区VEGF的表达 | 第50-55页 |
2.3 讨论 | 第55-62页 |
2.3.1 血管性痴呆的发病机制及治疗展望 | 第55-57页 |
2.3.2 水迷宫在学习记忆过程研究中的作用 | 第57-58页 |
2.3.3 VEGF促进血管生成和神经保护作用 | 第58-59页 |
2.3.4 BMSCs、Noggin、BDNF、HSYA和rTMS对血管生成的影响 | 第59-62页 |
2.4 小结 | 第62-64页 |
三、Noggin、BDNF基因修饰的BMSCs、HSYA和rTMS对VaD大鼠LTP、BDNF和NMDAR的影响 | 第64-87页 |
3.1 对象和方法 | 第64-68页 |
3.1.1 主要仪器 | 第64页 |
3.1.2 主要试剂及耗材 | 第64-65页 |
3.1.3 实验试剂配置方法 | 第65-66页 |
3.1.4 实验方法 | 第66-68页 |
3.2 结果 | 第68-78页 |
3.2.1 海马CA3-CA1区LTP | 第68页 |
3.2.2 Western blotting检测相关蛋白的表达 | 第68-69页 |
3.2.3 免疫组化检测相关蛋白的表达 | 第69-78页 |
3.3 讨论 | 第78-86页 |
3.3.1 LTP的形成机制及其在探讨突触可塑性中的作用 | 第78页 |
3.3.2 NMDAR在学习记忆过程中的作用 | 第78-79页 |
3.3.3 BDNF、Noggin与LTP和NMDAR的关系 | 第79-82页 |
3.3.4 HSYA的神经保护作用 | 第82-84页 |
3.3.5 rTMS对学习记忆过程的调节 | 第84-86页 |
3.4 小结 | 第86-87页 |
全文结论 | 第87-89页 |
论文创新点 | 第89-90页 |
参考文献 | 第90-114页 |
发表论文和参加科研情况说明 | 第114-115页 |
综述 骨髓间充质干细胞和神经营养因子治疗血管性痴呆的研究进展 | 第115-135页 |
综述参考文献 | 第124-135页 |
致谢 | 第135页 |