| 中文摘要 | 第4-7页 |
| Abstract | 第7-10页 |
| 目录 | 第11-17页 |
| 縮略语 | 第17-19页 |
| 前言 | 第19-21页 |
| 研究现状、成果 | 第19-20页 |
| 研究目的、方法 | 第20-21页 |
| 一、电压门控型钠通道对巨噬细胞表型偏移的影响 | 第21-69页 |
| 1.1 对象和方法 | 第21-38页 |
| 1.1.1 细胞系及原代细胞 | 第21页 |
| 1.1.2 主要试剂 | 第21-23页 |
| 1.1.3 试剂配制 | 第23-25页 |
| 1.1.4 主要仪器及耗材 | 第25-26页 |
| 1.1.5 RAW264.7细胞中VGSCs表达情况的检测 | 第26-30页 |
| 1.1.5.1 RAW264.7细胞培养 | 第26页 |
| 1.1.5.2 RAW264.7细胞总RNA提取 | 第26页 |
| 1.1.5.3 RNA定量及变性电泳 | 第26-27页 |
| 1.1.5.4 两步法逆转录合成cDNA链 | 第27-28页 |
| 1.1.5.5 RAW264.7细胞中VGSCs各α亚基mRNA表达水平检测 | 第28-30页 |
| 1.1.6 不同诱导剂及药物对小鼠RAW264.7巨噬细胞系表型标志物的影响 | 第30-31页 |
| 1.1.6.1 LPS对RAW264.7表型标志物的影响 | 第30页 |
| 1.1.6.2 PHT对RAW264.7表型标志物的影响 | 第30页 |
| 1.1.6.3 PHT对LPS诱导之后的RAW264.7表型标志物的影响 | 第30页 |
| 1.1.6.4 河豚毒素(tetrodotoxin,TTX)对RAW264.7表型标志物的影响 | 第30页 |
| 1.1.6.5 TTX对LPS诱导之后的RAW264.7表型标志物的影响 | 第30-31页 |
| 1.1.6.6 IL-4对RAW264.7表型标志物的影响 | 第31页 |
| 1.1.6.7 藜芦定对IL-4诱导后RAW264.7表型标志物的影响 | 第31页 |
| 1.1.7 NF-κB信号通路在巨噬细胞表型偏移中的影响 | 第31-33页 |
| 1.1.7.1 应用不同诱导剂和药物之后NF-κB的mRNA表达水平检测 | 第31页 |
| 1.1.7.2 应用不同诱导剂和药物之后NF-κB的蛋白表达水平检测 | 第31-33页 |
| 1.1.8 干扰NaV1.9对RAW264.7细胞增殖、吞噬、迁移及表型标志物的影响 | 第33-34页 |
| 1.1.8.1 质粒转染和干扰位点的筛选 | 第33页 |
| 1.1.8.2 稳定干扰NaV1.9细胞株的建立 | 第33页 |
| 1.1.8.3 NaV1.9-shRNA细胞株的NaV1.9 mRNA相对表达量的检测 | 第33页 |
| 1.1.8.4 CCK-8法检测细胞增殖活性 | 第33-34页 |
| 1.1.8.5 流式细胞术检测细胞周期 | 第34页 |
| 1.1.8.6 流式细胞术检测细胞吞噬能力 | 第34页 |
| 1.1.8.7 Transwell小室法检测细胞的迁移能力 | 第34页 |
| 1.1.8.8 NaV1.9-shRNA细胞株表型标志物mRNA表达水平检测 | 第34页 |
| 1.1.9 大鼠腹腔巨噬细胞VGSCs表达水平检测 | 第34-38页 |
| 1.1.9.1 大鼠腹腔巨噬细胞收集及培养 | 第34-35页 |
| 1.1.9.2 大鼠腹腔巨噬细胞RNA的提取及cDNA的合成 | 第35页 |
| 1.1.9.3 大鼠腹腔巨噬细胞中VGSCs表达水平检测 | 第35-37页 |
| 1.1.9.4 大鼠背根神经节的获得 | 第37页 |
| 1.1.9.5 DRG组织RNA的提取 | 第37-38页 |
| 1.1.9.6 不同诱导剂及药物对大鼠腹腔巨噬细胞表型标志物mRNA表达水平的影响 | 第38页 |
| 1.1.10 统计学分析 | 第38页 |
| 1.2 结果 | 第38-62页 |
| 1.2.1 RAW264.7中VGSCs的表达情况 | 第38-40页 |
| 1.2.2 不同诱导剂及药物对小鼠RAW264.7巨噬细胞表型标志物mRNA表达水平的影响 | 第40-49页 |
| 1.2.2.1 LPS上调RAW264.7细胞M1型表型标志物的表达 | 第40-41页 |
| 1.2.2.2 PHT降低部分RAW264.7细胞M1型表型标志物的表达水平 | 第41-43页 |
| 1.2.2.3 PHT下调LPS诱导RAW264.7细胞M1型表型标志物的表达 | 第43-45页 |
| 1.2.2.4 TTX降低部分RAW264.7细胞M1型表型标志物的表达水平 | 第45-46页 |
| 1.2.2.5 TTX下调LPS诱导RAW264.7细胞M1型表型标志物的表达水平 | 第46-48页 |
| 1.2.2.6 IL-4能显著的增加RAW264.7细胞M2型表型标志物的表达 | 第48页 |
| 1.2.2.7 藜芦定下调IL-4诱导RAW264.7细胞M2型表型标志物的表达 | 第48-49页 |
| 1.2.3 NF-κB信号通路在巨噬细胞表型偏移中的影响 | 第49-55页 |
| 1.2.3.1 不同诱导剂和药物作用之后NF-κB的mRNA表达水平检测 | 第49-50页 |
| 1.2.3.2 不同诱导剂和药物作用之后NF-κB的蛋白表达水平检测 | 第50-55页 |
| 1.2.4 干扰NaV1.9对巨噬细胞增殖、吞噬、迁移能力及表型标志物的影响 | 第55-60页 |
| 1.2.4.1 干扰NaV1.9稳定细胞株的建立 | 第55-56页 |
| 1.2.4.2 CCK-8法检测细胞增殖活性 | 第56页 |
| 1.2.4.3 流式细胞术检测细胞周期 | 第56-57页 |
| 1.2.4.4 流式细胞术检测细胞吞噬能力 | 第57-58页 |
| 1.2.4.5 Transwell检测细胞迁移能力 | 第58-59页 |
| 1.2.4.6 沉默NaV1.9后巨噬细胞表型标志物mRNA表达水平检测 | 第59-60页 |
| 1.2.5 大鼠腹腔巨噬细胞VGSCs表达情况的检测 | 第60-61页 |
| 1.2.6 不同诱导剂及药物对大鼠腹腔巨噬细胞表型标志物mRNA表达水平的影响 | 第61-62页 |
| 1.2.6.1 PHT抑制LPS诱导的M1型巨噬细胞标志物表达的升高 | 第61页 |
| 1.2.6.2 PHT促进IL-4诱导的M2型巨噬细胞标志物表达的升高 | 第61-62页 |
| 1.3 讨论 | 第62-68页 |
| 1.3.1 巨噬细胞的经典激活和替代性激活 | 第63-64页 |
| 1.3.2 VGSCs的表达存在种属和组织特异性 | 第64-65页 |
| 1.3.3 VGSCs参与免疫细胞功能的调控 | 第65-67页 |
| 1.3.3.1 VGSCs调节免疫细胞的活性及增殖能力 | 第65-66页 |
| 1.3.3.2 VGSCs调节免疫细胞的吞噬能力 | 第66-67页 |
| 1.3.3.3 VGSCs调节免疫细胞的迁移能力 | 第67页 |
| 1.3.4 NF-κB信号转导通路参与巨噬细胞表型转化的调节 | 第67-68页 |
| 1.4 小结 | 第68-69页 |
| 二、苯妥英钠脂质体的制备及大鼠体内药代动力学研究 | 第69-77页 |
| 2.1 对象和方法 | 第69-72页 |
| 2.1.1 实验动物及分组 | 第69页 |
| 2.1.2 主要试剂 | 第69-70页 |
| 2.1.3 主要仪器及耗材 | 第70页 |
| 2.1.4 PHT-lipo的制备 | 第70页 |
| 2.1.5 PHT-lipo包封率的测定 | 第70-71页 |
| 2.1.6 PHT-lipo其他基本性状检测 | 第71页 |
| 2.1.7 PHT-lipo在大鼠体内的药代动力学检测 | 第71-72页 |
| 2.1.7.1 尾静脉注射给药 | 第71页 |
| 2.1.7.2 外周血标本采集及处理 | 第71-72页 |
| 2.1.7.3 HPLC测定不同时间点外周血中PHT的浓度 | 第72页 |
| 2.1.8 统计学分析 | 第72页 |
| 2.2 结果 | 第72-73页 |
| 2.2.1 PHT-1ipo的基本性状 | 第72页 |
| 2.2.2 PHT-lipo大鼠体内药代动力学研究 | 第72-73页 |
| 2.3 讨论 | 第73-76页 |
| 2.3.1 脂质体是一种高效的药物载体 | 第74-75页 |
| 2.3.2 PHT-lipo的单核/巨噬细胞靶向性给药的实现 | 第75-76页 |
| 2.4 小结 | 第76-77页 |
| 三、苯妥英钠对心肌缺血再灌注损伤后心室重塑的调节作用 | 第77-107页 |
| 3.1 对象和方法 | 第77-88页 |
| 3.1.1 实验动物 | 第77-78页 |
| 3.1.2 主要试剂 | 第78页 |
| 3.1.3 试剂配制 | 第78-81页 |
| 3.1.4 主要仪器及耗材 | 第81-82页 |
| 3.1.5 大鼠I/R模型的建立 | 第82页 |
| 3.1.6 大鼠尾静脉注射给药 | 第82页 |
| 3.1.7 流式细胞术检测外周血单核细胞不同亚群比例 | 第82-83页 |
| 3.1.7.1 样本制备 | 第82-83页 |
| 3.1.7.2 上机检测 | 第83页 |
| 3.1.8 大鼠超声心动图检测 | 第83页 |
| 3.1.9 大鼠有创血流动力学检查 | 第83-84页 |
| 3.1.10 动物组织的取材与处理 | 第84-85页 |
| 3.1.10.1 取材与固定 | 第84页 |
| 3.1.10.2 脱水、透明及浸蜡 | 第84页 |
| 3.1.10.3 石蜡包埋 | 第84页 |
| 3.1.10.4 载玻片的清洗和挂胶 | 第84-85页 |
| 3.1.10.5 切片 | 第85页 |
| 3.1.11 Masson染色 | 第85-86页 |
| 3.1.12 WGA染色 | 第86页 |
| 3.1.13 Isolectin B4染色 | 第86-87页 |
| 3.1.14 病理图片分析 | 第87页 |
| 3.1.15 统计学分析 | 第87-88页 |
| 3.2 结果 | 第88-98页 |
| 3.2.1 大鼠I/R模型的成功建立 | 第88-89页 |
| 3.2.2 流式细胞术单核细胞亚群设门方法的建立 | 第89页 |
| 3.2.3 大鼠外周血单核细胞亚群的动态变化 | 第89-92页 |
| 3.2.3.1 单核细胞亚群在大鼠心肌缺血再灌注模型中的动态变化 | 第89-90页 |
| 3.2.3.2 PHT-lipo降低I/R组炎症早期的CD43~+单核细胞比例 | 第90页 |
| 3.2.3.3 PHT-lipo提高I/R组炎症早期的CD43~(++)单核细胞比例 | 第90-92页 |
| 3.2.4 PHT-lipo降低心梗面积、胶原容积分数及心室膨展指数 | 第92-94页 |
| 3.2.5 PHT-lipo减小I/R组室间隔区域的心肌横断面积 | 第94-95页 |
| 3.2.6 PHT-lipo增加I/R后梗死周边区毛细血管密度 | 第95-96页 |
| 3.2.7 超声心动图分析心脏功能 | 第96页 |
| 3.2.8 血流动力学分析心脏功能 | 第96-98页 |
| 3.3 讨论 | 第98-106页 |
| 3.3.1 PHT-lipo调节外周血单核细胞亚群动态变化 | 第99-103页 |
| 3.3.1.1 炎症反应调节I/R损伤后的组织修复和心室重塑 | 第99-100页 |
| 3.3.1.2 外周血单核细胞具有异质性 | 第100-101页 |
| 3.3.1.3 单核细胞不同亚群的比例在大鼠I/R模型中呈现动态变化 | 第101-103页 |
| 3.3.1.4 PHT-lipo调节I/R损伤后单核细胞亚群比例 | 第103页 |
| 3.3.2 PHT-lipo改善I/R损伤的预后 | 第103-106页 |
| 3.3.2.1 PHT具有免疫调节作用 | 第103-104页 |
| 3.3.2.2 PHT-lipo减小心肌梗死面积,抑制心室扩张,改善组织修复 | 第104-105页 |
| 3.3.2.3 PHT-lipo促进梗死区毛细血管新生 | 第105-106页 |
| 3.4 小结 | 第106-107页 |
| 全文结论 | 第107-108页 |
| 论文创新点 | 第108-109页 |
| 参考文献 | 第109-123页 |
| 发表论文和参加科研情况说明 | 第123-125页 |
| 综述 | 第125-139页 |
| 参考文献 | 第131-139页 |
| 致谢 | 第139页 |
