| 摘要 | 第5-7页 |
| Abstract | 第7-8页 |
| 缩略词表 | 第14-16页 |
| 第一章 绪论 | 第16-40页 |
| 1.1 脑缺血概述 | 第16-17页 |
| 1.2 脑缺血病理机制研究进展 | 第17-25页 |
| 1.2.1 兴奋性氨基酸毒性 | 第17-18页 |
| 1.2.2 氧化胁迫损伤 | 第18-19页 |
| 1.2.3 炎症反应 | 第19-21页 |
| 1.2.4 血脑屏障通透性 | 第21-22页 |
| 1.2.5 脑水肿 | 第22-23页 |
| 1.2.6 神经细胞凋亡通路及相关蛋白 | 第23-25页 |
| 1.3 脑缺血治疗现状 | 第25-27页 |
| 1.3.1 溶栓治疗 | 第25页 |
| 1.3.2 神经保护治疗 | 第25-27页 |
| 1.4 脑缺血模型研究进展 | 第27-33页 |
| 1.4.1 脑缺血动物模型概述 | 第27-28页 |
| 1.4.2 线栓法制备大鼠局灶性脑缺血模型概述 | 第28-31页 |
| 1.4.3 脑缺血细胞OGD（oxygen glucose deprived）模型研究概述 | 第31-32页 |
| 1.4.4 小胶质细胞炎症模型研究概述 | 第32-33页 |
| 1.5 甜菊糖及其衍生物异甜菊醇的研究进展 | 第33-35页 |
| 1.5.1 甜菊糖概述 | 第33-34页 |
| 1.5.2 异甜菊醇的药理活性研究进展 | 第34-35页 |
| 1.6 本实验研究思路、目的、意义及内容 | 第35-40页 |
| 1.6.1 研究思路 | 第35-38页 |
| 1.6.2 研究目的和意义 | 第38页 |
| 1.6.3 研究内容 | 第38-40页 |
| 第二章 STVNa对急性局灶性大鼠脑缺血损伤的保护作用 | 第40-66页 |
| 2.1 引言 | 第40-41页 |
| 2.2 实验材料与仪器 | 第41-44页 |
| 2.2.1 实验动物 | 第41页 |
| 2.2.2 实验材料 | 第41-42页 |
| 2.2.3 实验仪器 | 第42-43页 |
| 2.2.4 主要试剂和溶液的配制 | 第43-44页 |
| 2.3 实验方法 | 第44-55页 |
| 2.3.1 术前准备 | 第44页 |
| 2.3.2 缺血复灌模型的构建 | 第44-45页 |
| 2.3.3 模型成功性的验证 | 第45-46页 |
| 2.3.4 动物生理参数的监测 | 第46页 |
| 2.3.5 实验的分组及给药 | 第46-47页 |
| 2.3.6 脑梗死体积的计算 | 第47-48页 |
| 2.3.7 神经行为学评分 | 第48页 |
| 2.3.8 脑含水量的测定 | 第48页 |
| 2.3.9 血脑屏障通透性分析 | 第48-49页 |
| 2.3.10 组织切片制备 | 第49-50页 |
| 2.3.11 苏木素-伊红（HE）染色 | 第50-51页 |
| 2.3.12 免疫组织化学染色 | 第51-53页 |
| 2.3.13 缺口末端标记（TUNEL）检测 | 第53-54页 |
| 2.3.14 细胞计数 | 第54页 |
| 2.3.15 统计学分析 | 第54-55页 |
| 2.4 实验结果 | 第55-63页 |
| 2.4.1 血流值监测结果 | 第55-56页 |
| 2.4.2 STVNa对大鼠生理参数的影响 | 第56-58页 |
| 2.4.3 STVNa对局灶性脑缺血造成的大鼠脑梗塞体积的影响 | 第58-59页 |
| 2.4.4 STVNa对局灶性脑缺血造成的大鼠神经行为缺陷的改善 | 第59-60页 |
| 2.4.5 STVNa对局灶性脑缺血造成的大鼠脑病理学损伤的改善 | 第60-61页 |
| 2.4.6 STVNa对局灶性脑缺血的大鼠脑水肿的改善 | 第61-62页 |
| 2.4.7 STVNa对局灶性脑缺血的大鼠血脑屏障通透性的保护 | 第62-63页 |
| 2.5 讨论 | 第63-65页 |
| 2.6 本章小结 | 第65-66页 |
| 第三章 STVNa对急性局灶性大鼠脑缺血损伤保护的时间窗和永久缺血保护研究 | 第66-76页 |
| 3.1 引言 | 第66-67页 |
| 3.2 实验材料与仪器 | 第67页 |
| 3.2.1 实验动物 | 第67页 |
| 3.2.2 实验材料 | 第67页 |
| 3.2.3 实验仪器 | 第67页 |
| 3.2.4 主要试剂和溶液的配制 | 第67页 |
| 3.3 实验方法 | 第67-69页 |
| 3.3.1 术前准备 | 第67页 |
| 3.3.2 缺血复灌模型的构建 | 第67-68页 |
| 3.3.3 模型成功性的验证 | 第68页 |
| 3.3.4 动物生理参数监测 | 第68页 |
| 3.3.5 实验的分组及给药 | 第68-69页 |
| 3.3.6 脑梗死体积的计算 | 第69页 |
| 3.3.7 神经行为学的评分 | 第69页 |
| 3.3.8 统计学分析 | 第69页 |
| 3.4 实验结果 | 第69-74页 |
| 3.4.1 在时间窗研究中STVNa对大鼠生理参数的影响 | 第69-70页 |
| 3.4.2 在永久缺血研究中STVNa对大鼠生理参数的影响 | 第70-71页 |
| 3.4.3 不同时间给予STVNa对局灶性脑缺血的大鼠脑梗塞体积的影响 | 第71-72页 |
| 3.4.4 不同时间给予STVNa对局灶性脑缺血的大鼠神经行为缺陷的改善 | 第72页 |
| 3.4.5 STVNa对永久性脑缺血的大鼠脑梗塞体积的影响 | 第72-73页 |
| 3.4.6 STVNa对永久性脑缺血的大鼠神经行为缺陷的改善 | 第73-74页 |
| 3.5 讨论 | 第74-75页 |
| 3.6 本章小结 | 第75-76页 |
| 第四章 STVNa对体外SH-SY5Y细胞缺氧复灌损伤的保护以及对LPS诱导BV-2 细胞炎症的抑制 | 第76-106页 |
| 4.1 引言 | 第76-78页 |
| 4.2 实验材料与仪器 | 第78-81页 |
| 4.2.1 细胞系来源 | 第78页 |
| 4.2.2 实验材料 | 第78-79页 |
| 4.2.3 实验仪器 | 第79-80页 |
| 4.2.4 主要试剂和溶液的配制 | 第80-81页 |
| 4.3 实验方法 | 第81-91页 |
| 4.3.1 细胞培养 | 第81-82页 |
| 4.3.2 SH-SY5Y细胞缺氧复灌模型的建立及分组 | 第82-83页 |
| 4.3.3 LPS诱导BV-2 细胞炎症模型的建立及分组 | 第83-84页 |
| 4.3.4 SH-SY5Y和BV-2 细胞形态学的观察 | 第84页 |
| 4.3.5 MTT测定SH-SY5Y和BV-2 细胞活性 | 第84页 |
| 4.3.6 Hoechst 33342/PI染色测定SH-SY5Y细胞凋亡 | 第84-85页 |
| 4.3.7 SH-SY5Y细胞线粒体膜电位的测定 | 第85-86页 |
| 4.3.8 Griess法检测BV-2 细胞上清的NO含量 | 第86页 |
| 4.3.9 ELISA法检测BV-2 细胞上清中TNF-α 和IL-1β 的含量 | 第86-88页 |
| 4.3.10 荧光定量PCR检测细胞中TNF-α、IL-1β、BCL-2 的m RNA表达 | 第88-91页 |
| 4.3.11 统计学分析 | 第91页 |
| 4.4 实验结果 | 第91-102页 |
| 4.4.1 BV-2 和SH-SY5Y细胞的形态观察 | 第91-92页 |
| 4.4.2 STVNa对正常SH-SY5Y和BV-2 细胞活性的影响 | 第92-93页 |
| 4.4.3 不同缺氧缺糖条件下SH-SY5Y细胞活性的变化 | 第93-94页 |
| 4.4.4 不同时间给予STVNa对缺氧缺糖条件下SH-SY5Y细胞活性的影响 | 第94-95页 |
| 4.4.5 不同浓度STVNa对缺氧缺糖条件下SH-SY5Y细胞活性的影响 | 第95-96页 |
| 4.4.6 STVNa对缺氧缺糖条件下SH-SY5Y细胞线粒体膜电位的影响 | 第96-97页 |
| 4.4.7 STVNa对缺氧缺糖条件下SH-SY5Y细胞凋亡的影响 | 第97-98页 |
| 4.4.8 STVNa对缺氧缺糖条件下SH-SY5Y细胞表达BCL-2 m RNA的影响 | 第98页 |
| 4.4.9 不同浓度LPS对激活的BV-2 细胞活性和释放NO的影响 | 第98-99页 |
| 4.4.10 STVNa对LPS诱导BV-2 细胞释放NO的影响 | 第99-100页 |
| 4.4.11 STVNa对LPS诱导的BV-2 细胞IL-1β 和TNF-α 的释放的影响 | 第100-101页 |
| 4.4.12 STVNa对LPS诱导的BV-2 细胞TNF-α 和IL-1βmRNA表达的影响 | 第101-102页 |
| 4.5 讨论 | 第102-104页 |
| 4.6 本章小结 | 第104-106页 |
| 结论与展望 | 第106-108页 |
| 结论 | 第106页 |
| 创新之处 | 第106-107页 |
| 展望 | 第107-108页 |
| 参考文献 | 第108-121页 |
| 攻读博士学位期间取得的研究成果 | 第121-122页 |
| 致谢 | 第122-123页 |
| 附件 | 第123页 |
