| 缩略语表 | 第1-11页 |
| 中文摘要 | 第11-15页 |
| ABSTRACT | 第15-20页 |
| 前言 | 第20-21页 |
| 文献回顾 | 第21-45页 |
| 正文 白藜芦醇对神经元氧糖剥夺模型MMP-9表达的调控机制研究 | 第45-72页 |
| 实验一 建立氧糖剥夺离体神经元缺血再灌注模型 | 第45-52页 |
| 1 材料 | 第45-46页 |
| ·实验动物 | 第45页 |
| ·主要实验试剂 | 第45页 |
| ·主要仪器设备 | 第45-46页 |
| 2 方法 | 第46-49页 |
| ·试剂的配制 | 第46页 |
| ·小鼠大脑皮层神经元原代培养 | 第46-47页 |
| ·体外培养神经元纯度鉴定 | 第47-48页 |
| ·建立离体神经元OGD/R 模型 | 第48页 |
| ·离体短暂性OGD/R 对原代培养神经元的影响 | 第48-49页 |
| ·TB 染色 | 第48页 |
| ·LDH 漏出率 | 第48-49页 |
| ·统计学分析 | 第49页 |
| 3 结果 | 第49-50页 |
| ·光学显微镜下神经元的形态变化 | 第49页 |
| ·神经元免疫荧光染色纯度鉴定 | 第49-50页 |
| ·短暂性OGD/R 对神经元活力的影响 | 第50页 |
| ·短暂性OGD/R LDH 漏出率的影响 | 第50页 |
| 4 讨论 | 第50-52页 |
| 实验二 OGD/R致神经元损伤时Res的保护作用及对 MMP-9 表达的影响 | 第52-67页 |
| 1 材料 | 第52-53页 |
| ·实验动物 | 第52页 |
| ·主要实验试剂 | 第52页 |
| ·主要仪器设备 | 第52-53页 |
| 2 方法 | 第53-58页 |
| ·试剂的配制 | 第53-54页 |
| ·建立离体神经元OGD/R 模型 | 第54页 |
| ·Res 治疗实验 | 第54-55页 |
| ·细胞活力和受损程度评测 | 第55页 |
| ·培养细胞总蛋白的提取 | 第55页 |
| ·Western Blotting 分析MMP-9、PPAR-α和PPAR-γ蛋白表达 | 第55-56页 |
| ·提取神经元总RNA | 第56-57页 |
| ·RT-PCR 检测MMP-9 | 第57-58页 |
| ·反转录合成cDNA 第一链 | 第57页 |
| ·PCR 扩增MMP-9 和β-actin 基因片段 | 第57-58页 |
| ·DNA 电泳分析 | 第58页 |
| ·数据分析 | 第58页 |
| 3 结果 | 第58-60页 |
| ·Res 对OGD/R 神经元活力及损害程度的影响 | 第58-59页 |
| ·Res 对OGD/R 神经元MMP-9 蛋白的影响 | 第59页 |
| ·Res 对OGD/R 神经元MMP-9 mRNA 的影响 | 第59页 |
| ·Res 对正常和OGD/R 神经元PPAR-α和PPAR-γ蛋白的影响 | 第59-60页 |
| 4 讨论 | 第60-67页 |
| 实验三 Res对短暂性神经元OGD/R损伤的保护作用机 理探讨 | 第67-72页 |
| 1 材料 | 第67-68页 |
| ·实验动物 | 第67页 |
| ·主要实验试剂 | 第67页 |
| ·主要仪器设备 | 第67-68页 |
| 2 方法 | 第68-69页 |
| ·试剂的配制 | 第68页 |
| ·建立氧糖剥夺离体神经元缺血再灌注模型 | 第68页 |
| ·药物治疗实验 | 第68-69页 |
| ·培养细胞总蛋白的提取 | 第69页 |
| ·Western Blotting 分析MMP-9 蛋白表达 | 第69页 |
| ·提取神经元总RNA | 第69页 |
| ·RT-PCR 检测MMP-9 和β-actin | 第69页 |
| ·资料分析 | 第69页 |
| 3 结果 | 第69-70页 |
| ·不同试剂对OGD/R 神经元MMP-9 蛋白的影响 | 第69-70页 |
| ·Res 对OGD/R 神经元MMP-9 mRNA 的影响 | 第70页 |
| ·不同试剂对正常和OGD/R 神经元PPAR-α和PPAR-γ蛋白的影响 | 第70页 |
| 4 讨论 | 第70-72页 |
| 小结 | 第72-73页 |
| 参考文献 | 第73-113页 |
| 附图 | 第113-117页 |
| 个人简历和研究成果 | 第117-118页 |
| 致谢 | 第118页 |
