| 致谢 | 第5-6页 |
| 摘要 | 第6-8页 |
| ABSTRACT | 第8-9页 |
| 1 引言 | 第13-19页 |
| 1.1 肝细胞癌 | 第13页 |
| 1.2 DEK蛋白 | 第13-14页 |
| 1.3 启动子甲基化与基因的转录表达 | 第14-15页 |
| 1.4 肝细胞癌中DEK基因相关研究 | 第15-16页 |
| 1.5 研究意义 | 第16页 |
| 1.6 研究目的和内容 | 第16-17页 |
| 1.6.1 研究目的 | 第16页 |
| 1.6.2 研究内容 | 第16-17页 |
| 1.7 技术路线 | 第17-19页 |
| 2 实验材料 | 第19-25页 |
| 2.1 细胞培养相关实验材料及主要试剂 | 第19页 |
| 2.1.1 细胞株 | 第19页 |
| 2.1.2 细胞培养所用主要试剂 | 第19页 |
| 2.2 细菌培养相关实验材料及主要试剂 | 第19页 |
| 2.2.1 细菌菌株 | 第19页 |
| 2.2.2 细菌培养所用主要试剂 | 第19页 |
| 2.3 质粒载体、siRNA以及RT-PCR引物序列 | 第19-21页 |
| 2.3.1 质粒载体 | 第19-20页 |
| 2.3.2 siRNA以及RT-PCR引物序列 | 第20-21页 |
| 2.4 主要试剂盒与相关试剂 | 第21-22页 |
| 2.5 主要溶液的配制 | 第22-23页 |
| 2.6 主要仪器设备 | 第23-25页 |
| 3 实验方法 | 第25-39页 |
| 3.1 HCC细胞系的复苏、培养与冻存 | 第25-26页 |
| 3.1.1 HCC细胞系的复苏 | 第25页 |
| 3.1.2 HCC细胞系的培养 | 第25页 |
| 3.1.3 HCC细胞系的冻存 | 第25-26页 |
| 3.2 HCC细胞系总RNA的提取以及RT-PCR检测mRNA表达水平 | 第26-28页 |
| 3.2.1 HCC细胞系总RNA的提取 | 第26-27页 |
| 3.2.2 RT-PCR检测mRNA表达水平 | 第27-28页 |
| 3.3 Western blotting检测蛋白表达水平 | 第28-31页 |
| 3.3.1 所用抗体的稀释比及蛋白分子量大小 | 第28-29页 |
| 3.3.2 HCC细胞系总蛋白的提取 | 第29页 |
| 3.3.3 SDS-PAGE凝胶的配制 | 第29-30页 |
| 3.3.4 SDS-PAGE凝胶电泳 | 第30页 |
| 3.3.5 转膜(半干转)以及封闭 | 第30-31页 |
| 3.3.6 一抗、二抗孵育 | 第31页 |
| 3.3.7 ECL化学反应发光法显影曝光 | 第31页 |
| 3.4 质粒的转化以及提取 | 第31-34页 |
| 3.4.1 感受态细胞(E.coli DH5α)的制备 | 第31-32页 |
| 3.4.2 质粒的转化以及挑单克隆 | 第32页 |
| 3.4.3 质粒的提取 | 第32-33页 |
| 3.4.4 转染级质粒的提取 | 第33-34页 |
| 3.5 转染HCC细胞系 | 第34页 |
| 3.6 AP-2α转录因子结合位点的定点突变与缺失突变 | 第34-35页 |
| 3.7 染色质免疫沉淀(ChIP) | 第35-37页 |
| 3.8 荧光素酶活性分析 | 第37-38页 |
| 3.9 生物信息学分析 | 第38页 |
| 3.10 统计学分析 | 第38-39页 |
| 4 实验结果 | 第39-47页 |
| 4.1 HCC细胞系中DEK基因核心启动子序列中转录因子结合位点的预测分析 | 第39页 |
| 4.2 AP-2α转录因子结合位点是维持DEK基因启动子活性的重要调控区 | 第39-41页 |
| 4.3 转录因子AP-2α对HCC细胞系中DEK核心启动子转录活性的影响 | 第41-42页 |
| 4.4 转录因子AP-2α对HCC细胞系中DEK基因表达水平的影响 | 第42-45页 |
| 4.4.1 AP-2α siRNA干扰对HCC细胞系中DEK基因表达水平的影响 | 第42-44页 |
| 4.4.2 AP-2α过表达对HCC细胞系中DEK基因表达水平的影响 | 第44-45页 |
| 4.5 转录因子AP-2α与HCC细胞系中DEK启动子区的相互作用 | 第45-47页 |
| 5 讨论 | 第47-49页 |
| 6 结论 | 第49-50页 |
| 参考文献 | 第50-54页 |
| 附录A | 第54-56页 |
| 作者简历及攻读硕士学位期间取得的研究成果 | 第56-58页 |
| 学位论文数据集 | 第58页 |
