摘要 | 第5-7页 |
Abstract | 第7-8页 |
英文缩写词中英文注释表 | 第12-14页 |
第一章 绪论 | 第14-26页 |
1.1 MSCS与肿瘤微环境 | 第14-17页 |
1.1.1 肿瘤微环境组成 | 第14页 |
1.1.2 MSCs生物学特性 | 第14-15页 |
1.1.3 肿瘤组织来源的MSCs生物学特性 | 第15-17页 |
1.2 MSCS与免疫调节 | 第17-24页 |
1.2.1 MSCs代谢相关酶类 — 吲哚-2,3 双加氧酶(IDO) | 第18-19页 |
1.2.2 MSCs相关炎性细胞因子 — IL-6 | 第19-20页 |
1.2.3 MSCs相关炎性细胞因子 — 转化生长因子-β(TGF-β) | 第20-21页 |
1.2.4 MSCs相关趋化因子 — IL-8 | 第21页 |
1.2.5 MSCs相关趋化因子 — CCL2 | 第21-22页 |
1.2.6 MSCs免疫抑制分子 — PD-L1 | 第22-24页 |
1.3 小结 | 第24-26页 |
第二章 研究目的、方法、实验设计方案和意义 | 第26-29页 |
2.1 研究目的 | 第26页 |
2.2 研究方法 | 第26-27页 |
2.3 实验设计方案 | 第27-28页 |
2.4 研究意义 | 第28-29页 |
第三章 CD4+T淋巴细胞作用GC-MSCS对胃癌生长的影响 | 第29-38页 |
3.1 材料与仪器 | 第30-31页 |
3.1.1 标本采集 | 第30页 |
3.1.2 主要试剂 | 第30页 |
3.1.3 实验动物与细胞株 | 第30页 |
3.1.4 主要仪器设备与耗材 | 第30-31页 |
3.2 方法 | 第31-34页 |
3.2.1 健康人CD4+T淋巴细胞的分离 | 第31-32页 |
3.2.2 GC-MSCs的分离培养 | 第32页 |
3.2.3 CD4+T淋巴细胞作用的GC-MSCs上清的收集 | 第32-33页 |
3.2.4 Transwell细胞迁移实验 | 第33页 |
3.2.5 细胞调亡实验 | 第33页 |
3.2.6 BALA/c裸鼠皮下致瘤模型建立 | 第33页 |
3.2.7 数据处理与分析 | 第33-34页 |
3.3 结果 | 第34-37页 |
3.3.1 磁珠分选健康人外周血CD4+T淋巴细胞纯度鉴定 | 第34页 |
3.3.2 CD4+T淋巴细胞作用后GC-MSCs促进胃癌细胞的迁移 | 第34-35页 |
3.3.3 CD4+T淋巴细胞作用后GC-MSCs促进胃癌细胞的生长 | 第35-37页 |
3.4 讨论 | 第37-38页 |
第四章 CD4+T淋巴细胞作用后GC-MSCS中相关因子表达的改变 | 第38-51页 |
4.1 材料和试剂 | 第38-40页 |
4.1.1 主要试剂 | 第38-40页 |
4.1.2 主要器材 | 第40页 |
4.1.3 细胞株 | 第40页 |
4.2 方法 | 第40-43页 |
4.2.1 免疫荧光检测 | 第40-41页 |
4.2.2 流式细胞术检测MSCs | 第41页 |
4.2.3 p-stat3抑制剂(Stattic)的配制及处理 | 第41页 |
4.2.4 蛋白提取 | 第41页 |
4.2.5 Western blot检测 | 第41-42页 |
4.2.6 荧光定量PCR | 第42-43页 |
4.2.6.1 RNA提取 | 第42页 |
4.2.6.2 逆转录 | 第42页 |
4.2.6.3 实时定量PCR | 第42-43页 |
4.2.7 统计分析 | 第43页 |
4.3 结果 | 第43-49页 |
4.3.1 CD4+T淋巴细胞作用后GC-MSCs中PD-L1表达上调 | 第43-44页 |
4.3.2 GC-MSCs中PD-L1的表达上调依赖CD4+T淋巴细胞的刺激 | 第44-45页 |
4.3.3 CD4+T细胞促进GC-MSCs中PD-L1表达增高与p-stat3通路有关 | 第45-46页 |
4.3.4 CD4+T淋巴细胞促进GC-MSCs中相关炎性细胞因子的表达 | 第46-47页 |
4.3.5 CD4+T淋巴细胞处理后未影响GC-MSCs表面标记表达 | 第47-49页 |
4.4 讨论 | 第49-51页 |
第五章 结论与展望 | 第51-52页 |
一、结论 | 第51页 |
二、展望 | 第51-52页 |
参考文献 | 第52-65页 |
致谢 | 第65-67页 |
攻读硕士学位期间发表的学术论文及参加会议 | 第67页 |
一、发表学术论文 | 第67页 |
二、发表会议论文 | 第67页 |
三、参加会议 | 第67页 |