| 目录 | 第3-5页 |
| 中文摘要 | 第5-7页 |
| 英文摘要 | 第7-8页 |
| 前言 | 第9-28页 |
| 1. 表观遗传是基因表达的重要调控方式 | 第9-13页 |
| 1.1 表观遗传研究的起源 | 第9-10页 |
| 1.2 在多个物种中的表观遗传研究进展 | 第10-11页 |
| 1.3 表观遗传对多细胞生物的细胞分化很重要 | 第11页 |
| 1.4 表观遗传研究的方向 | 第11-13页 |
| 2. 组蛋白修饰的种类及其功能研究 | 第13-19页 |
| 2.1 组蛋白的磷酸化修饰 | 第14页 |
| 2.2 组蛋白的乙酰化修饰 | 第14-16页 |
| 2.3 组蛋白的甲基化修饰 | 第16-19页 |
| 3. H3K27甲基化及H3K27特异的甲基转移酶EZH2 | 第19-24页 |
| 3.1 H3K27甲基化修饰的生理意义 | 第19-20页 |
| 3.2 Polycomb Group蛋白家族通过组蛋白修饰引起的染色质高级结构改变实现对下游基因的沉默作用 | 第20-23页 |
| 3.3 EZH2与Ⅲ类HDAC的相互作用 | 第23页 |
| 3.4 芯片结果提示SATB1是PcG的靶基因 | 第23-24页 |
| 4. 组蛋白去乙酰化酶SIRT1及其底物H4K16Ac | 第24-27页 |
| 4.1 SIRT1是一个功能多样的调节蛋白 | 第24-25页 |
| 4.2 SIRT1是组蛋白去乙酰化酶 | 第25-26页 |
| 4.3 SIRT1特异的组蛋白修饰位点H4K16Ac的功能 | 第26-27页 |
| 5. 本研究提出的主要科学间题和研究内容 | 第27-28页 |
| 材料与方法 | 第28-51页 |
| 一、实验材料 | 第28-30页 |
| 1. 实验用细胞系、菌株和质粒 | 第28页 |
| 2. 限制性内切酶及其他修饰酶 | 第28页 |
| 3. 抗体 | 第28-29页 |
| 4. 其它主要试剂及试剂盒 | 第29页 |
| 5. 主要仪器设备 | 第29-30页 |
| 二、实验方法 | 第30-51页 |
| 1. 基本技术路线 | 第30页 |
| 2. HeLa、293等细胞的培养 | 第30-31页 |
| 3. 非病毒方法介导的哺乳动物细胞转染 | 第31-32页 |
| 4. 逆转录病毒的包装和靶细胞的感染 | 第32-34页 |
| 5. 转染后或者逆转录病毒感染后细胞的筛选和克隆细胞株的获得 | 第34页 |
| 6. 腺病毒表达载体的构建、包装及靶细胞的感染 | 第34-37页 |
| 7. 双荧光素酶报告系统的检测 | 第37-38页 |
| 8. 荧光实时定量PCR检测基因表达 | 第38-41页 |
| 9. DNA甲基化修饰抑制剂及Ⅰ/Ⅱ类组蛋白去乙酰化酶抑制剂处理细胞 | 第41页 |
| 10. 亚细胞组分蛋白样品的制备 | 第41-42页 |
| 11. 蛋白质免疫共沉淀检测蛋白质修饰状态 | 第42-43页 |
| 12. 染色质免疫共沉淀检测染色质上调控因子的结合和组蛋白的修饰 | 第43-47页 |
| 13. Western Blot | 第47-51页 |
| 实验结果 | 第51-71页 |
| 1. SATB1是典型的EZH2靶基因 | 第51-57页 |
| 1.1 DNA甲基化修饰抑制剂可以诱导SATB1表达 | 第51-52页 |
| 1.2 Ⅰ/Ⅱ类HDAC抑制剂TSA可以上调SATB1表达 | 第52-53页 |
| 1.3 过表达EZH2可以下调SATB1的表达 | 第53-54页 |
| 1.4 RNA干扰EZH2可以上调SATB1的表达 | 第54-55页 |
| 1.5 染色质免疫共沉淀检测到SATBI近端启动子区存在EZHZ的结合和H32K7m3e的富集 | 第55-57页 |
| 2. SIRT1干扰升高EZH2的蛋白水平和增强PcG对下游靶基因SATB1和HoxA9的沉默作用 | 第57-65页 |
| 2.1 RNA干扰SIRT1的细胞中EZH2蛋白水平升高 | 第57-58页 |
| 2.2 RNA干扰SIRT1的细胞中胞浆可溶和染色质结合部分的EZH2水平都上调 | 第58-59页 |
| 2.3 SIRT1干扰的细胞内总体的H4K16Ac水平上升而H3K27me3保持不变 | 第59页 |
| 2.4 SIRT1干扰的细胞中PcG靶基因SATB1和HoxA9转录水平改变 | 第59-60页 |
| 2.5 SIRT1干扰的细胞中H3K27me3和EZH2在SATB1和HoxA9的近端启动子区富集程度增加 | 第60-62页 |
| 2.6 SIRT1干扰的细胞中SATB1和HoxA9的近端启动子区H4K16Ac不改变 | 第62-64页 |
| 2.7 SIRT1干扰的细胞中H4 Ac和H3 Ac的改变 | 第64-65页 |
| 3. SIRT1不能在转录水平上调节EZH2表达,而SIRT1干扰的细胞中EZH2蛋白稳定性增加 | 第65-71页 |
| 3.1 SIRT1干扰的细胞中EZH2启动子报告基因的检测 | 第65-67页 |
| 3.2 SIRT1干扰的细胞中EZH2成熟的mRNA水平不改变 | 第67页 |
| 3.3 SIRT1在EZH2的启动子区没有检测到结合 | 第67-68页 |
| 3.4 SIRT1干扰的细胞中EZH2蛋白的稳定性增强 | 第68-70页 |
| 3.5 EZH2蛋白上没有检测到乙酰化修饰 | 第70-71页 |
| 讨论 | 第71-79页 |
| 1. SIRT1可能通过间接途径调节EZH2的表达并影响其下游基因 | 第71-73页 |
| 2. EZH2可能通过对SATB1的调节参与淋巴细胞以及红系的分化过程 | 第73-74页 |
| 3. SIRT1不直接通过对组蛋白的去乙酰化作用调节SATB1和HoxA9 | 第74-75页 |
| 4. SIRT1对EZH2的调节作用增加了PcG下游基因SATB1和HoxA9调控方式的多样性 | 第75-76页 |
| 5. SIRT1对EZH2的调节作用可能与后者在肿瘤细胞中的过度表达相关 | 第76-79页 |
| 参考文献 | 第79-89页 |
| 小结 | 第89-90页 |
| 非论文综述 | 第90-107页 |
| 参考文献 | 第99-107页 |
| 致谢 | 第107-108页 |
| 个人简历 | 第108-110页 |
