| 摘要 | 第4-5页 |
| Abstract | 第5页 |
| 1 前言 | 第9-21页 |
| 1.1 杧果概述 | 第9页 |
| 1.2 杧果开花相关研究 | 第9-13页 |
| 1.2.1 杧果开花机制 | 第9-10页 |
| 1.2.2 杧果开花影响因素 | 第10-13页 |
| 1.2.2.1 低温 | 第10页 |
| 1.2.2.2 叶片老熟程度 | 第10-11页 |
| 1.2.2.3 水分胁迫 | 第11页 |
| 1.2.2.4 植物生长激素 | 第11-13页 |
| 1.3 影响开花途径相关基因的研究 | 第13-15页 |
| 1.3.1 植物成花机理 | 第13页 |
| 1.3.2 春化途径 | 第13-14页 |
| 1.3.3 光周期途径 | 第14页 |
| 1.3.4 赤霉素途径 | 第14-15页 |
| 1.3.5 自主途径 | 第15页 |
| 1.3.6 植物开花整合因子 | 第15页 |
| 1.4 MADS-box研究进展 | 第15-17页 |
| 1.4.1 与花发育的相关性 | 第16页 |
| 1.4.2 在开花时间上的影响 | 第16-17页 |
| 1.4.3 在果实成熟中的作用 | 第17页 |
| 1.4.4 其他方面的作用 | 第17页 |
| 1.5 SOC1和SEP1基因的研究进展 | 第17-19页 |
| 1.5.1 SOC1基因概况 | 第17-18页 |
| 1.5.2 SEP1基因慨况 | 第18-19页 |
| 1.6 研究目的意义 | 第19-20页 |
| 1.7 研究技术路线 | 第20-21页 |
| 2 实验材料与方法 | 第21-37页 |
| 2.1 材料与仪器 | 第21-23页 |
| 2.1.1 材料及处理 | 第21页 |
| 2.1.2 主要仪器及试剂 | 第21-22页 |
| 2.1.3 菌种及克隆载体 | 第22页 |
| 2.1.4 酶、生化试剂 | 第22-23页 |
| 2.2 实验方法 | 第23-37页 |
| 2.2.1 吕宋芒SOC1和SEP1基因保守片段的克隆 | 第23-27页 |
| 2.2.1.1 RNA的提取及质量检测 | 第23-24页 |
| 2.2.1.2 普通反转录(First-strand cDNA synthesis) | 第24页 |
| 2.2.1.3 引物设计 | 第24-25页 |
| 2.2.1.4 PCR反应体系及反应程序 | 第25页 |
| 2.2.1.5 PCR产物的回收与纯化 | 第25-26页 |
| 2.2.1.6 纯化后PCR产物的链接和转化 | 第26页 |
| 2.2.1.7 挑取重组菌 | 第26页 |
| 2.2.1.8 菌液PCR | 第26-27页 |
| 2.2.1.9 测序 | 第27页 |
| 2.2.1.10 阳性克隆菌液保存 | 第27页 |
| 2.2.2 吕宋芒SOC1和SEP1基因RACE实验方法 | 第27-31页 |
| 2.2.2.1 总RNA提取及质量检测 | 第27页 |
| 2.2.2.2 引物设计 | 第27-28页 |
| 2.2.2.3 3'RACE和5'RACE第一链cDNA的合成 | 第28-30页 |
| 2.2.2.4 RACE-PCR反应体系及程序 | 第30页 |
| 2.2.2.5 全长cDNA扩增及检测 | 第30-31页 |
| 2.2.3 载体构建 | 第31-33页 |
| 2.2.3.1 质粒提取 | 第31-32页 |
| 2.2.3.2 重组质粒的双酶切,回收,链接 | 第32-33页 |
| 2.2.3.3 热击转化大肠杆菌 | 第33页 |
| 2.2.3.4 重组质粒鉴定 | 第33页 |
| 2.2.4 表达分析 | 第33-35页 |
| 2.2.4.1 取样及材料处理 | 第33-34页 |
| 2.2.4.2 RNA的提取 | 第34页 |
| 2.2.4.3 引物合成 | 第34-35页 |
| 2.2.4.4 反转录合成第一链 | 第35页 |
| 2.2.4.5 Real-Time PCR | 第35页 |
| 2.2.4.6 标准曲线的制作 | 第35页 |
| 2.2.4.7 数据分析 | 第35页 |
| 2.2.5 生物信息学分析 | 第35-37页 |
| 3 结果分析 | 第37-70页 |
| 3.1 芒果SOC1和SEP1基因的克隆 | 第37-39页 |
| 3.1.1 杧果花序总RNA的提取 | 第37页 |
| 3.1.2 RT-PCR扩增杧果MADS-box基因保守片段 | 第37-38页 |
| 3.1.3 杧果SOC1基因5'RACE和3'RACE及全长的克隆 | 第38页 |
| 3.1.4 杧果SEP1基因5'RACE和3'RACE及全长的克隆 | 第38-39页 |
| 3.2 吕宋杧SOC1和SEP1基因的序列分析 | 第39-54页 |
| 3.2.1 保守片段序列分析 | 第39-42页 |
| 3.2.1.1 保守片段同源分析 | 第39-40页 |
| 3.2.1.2 系统发育分析 | 第40-42页 |
| 3.2.2 cDNA全长核苷酸序列的分析和蛋白质生理生化分析 | 第42-54页 |
| 3.2.2.1 杧果花发育MSOC1基因分析 | 第42-48页 |
| 3.2.2.1.1 杧果花发育MSOC1基因ORF分析 | 第42页 |
| 3.2.2.1.2 杧果花发育MSOC1基因氨基酸序列的分析 | 第42-43页 |
| 3.2.2.1.3 杧果花发育MSOC1基因氨基酸序列的理化性质分析 | 第43页 |
| 3.2.2.1.4 杧果花发育MSOC1基因序列及编码氨基酸序列的同源性分析 | 第43-46页 |
| 3.2.2.1.5 MSOC1基因同源比对 | 第46-48页 |
| 3.2.2.1.6 构建系统发育树如下 | 第48页 |
| 3.2.2.2 杧果花发育MSEP1基因分析 | 第48-54页 |
| 3.2.2.2.1 杧果花发育MSEP1基因分析 | 第48-49页 |
| 3.2.2.2.2 杧果花发育MSEP1基因氨基酸序列结构分析 | 第49-50页 |
| 3.2.2.2.3 杧果花发育MSEP1基因序列及编码氨基酸序列的同源性分析 | 第50-52页 |
| 3.2.2.2.4 SEP1基因同源比对 | 第52-53页 |
| 3.2.2.2.5 构建系统发育树如下 | 第53-54页 |
| 3.3 杧果SOC1和SEP1基因的生物信息学分析 | 第54-61页 |
| 3.3.1 蛋白亲疏水性分析和跨膜区的预测 | 第54-57页 |
| 3.3.2 蛋白亚细胞的定位和导肽的预测 | 第57页 |
| 3.3.3 蛋白质二级结构预测 | 第57-58页 |
| 3.3.4 三级结构预测 | 第58-59页 |
| 3.3.5 蛋白功能预测 | 第59-61页 |
| 3.4 吕宋杧SOC1和SEP1基因的实时定量表达分析 | 第61-68页 |
| 3.4.1 总RNA的提取与质量鉴定 | 第61-62页 |
| 3.4.2 荧光定量PCR中各基因间扩增效率的分析 | 第62-64页 |
| 3.4.3 SOC1和SEP1基因的相对表达量情况 | 第64-68页 |
| 3.4.3.1 SOC1和SEP1基因在吕宋杧5个不同组织部位表达量 | 第65-66页 |
| 3.4.3.2 SOC1和SEP1基因在不同花发育阶段表达量 | 第66页 |
| 3.4.3.3 SOC1和SEP1基因在不同品种间表达量差异 | 第66-68页 |
| 3.4.3.4 SOC1和SEP1基因在不同乙烯利处理下表达量差异 | 第68页 |
| 3.5 吕宋杧SOC1和SEP1植物表达载体构建 | 第68-70页 |
| 3.5.1 结果鉴定 | 第68-70页 |
| 4 讨论 | 第70-73页 |
| 4.1 杧果SOC1和SEP1基因的克隆获得 | 第70-71页 |
| 4.2 杧果SOC1和SEP1基因的植物表达载体构建 | 第71页 |
| 4.3 杧果SOC1和SEP1基因的功能分析 | 第71-72页 |
| 4.4 杧果SOC1和SEP1基因的表达分析 | 第72-73页 |
| 5 结论 | 第73-74页 |
| 参考文献 | 第74-83页 |
| 致谢 | 第83-84页 |
| 附录 | 第84页 |
