| 摘要 | 第1-7页 |
| Abstract | 第7-12页 |
| 缩略词表 | 第12-14页 |
| 前言 | 第14-16页 |
| 第一章 母胎界面蜕膜MSC的分离和培养 | 第16-24页 |
| ·引言 | 第16页 |
| ·实验材料 | 第16-17页 |
| ·实验对象 | 第16-17页 |
| ·主要试剂 | 第17页 |
| ·主要仪器和设备 | 第17页 |
| ·实验方法 | 第17-19页 |
| ·符合实验标准的蜕膜组织的筛选获取 | 第17-18页 |
| ·蜕膜组织间充质干细胞的分离培养及纯化 | 第18页 |
| ·分别统计绘制正常人和重度子痫前期病人dMSC的生长曲线 | 第18页 |
| ·分别检测正常人和重度子痫前期病人dMSs的细胞周期 | 第18-19页 |
| ·实验结果与分析 | 第19-23页 |
| ·成功获取蜕膜来源MSC | 第19-20页 |
| ·与正常dMSC相比sPE病人dMSC的细胞形态和表面标志分子没有发生改变 | 第20-21页 |
| ·与正常dMSC相比sPE病人dMSC表现出较低的增殖活性,并出现细胞周期的阻滞 | 第21-23页 |
| ·讨论 | 第23-24页 |
| 第二章 重度子痫前期病人母胎界面蜕膜MSC中microRNAs的差异表达 | 第24-35页 |
| ·引言 | 第24页 |
| ·实验材料 | 第24-25页 |
| ·实验对象 | 第24页 |
| ·主要试剂 | 第24-25页 |
| ·主要仪器设备 | 第25页 |
| ·实验方法 | 第25-28页 |
| ·细胞microRNA抽提和鉴定 | 第25页 |
| ·实时定量PCR(real-time PCR) | 第25-28页 |
| ·实验结果与分析 | 第28-33页 |
| ·重度子痫前期蜕膜来源MSC中差异表达的microRNAs | 第28-29页 |
| ·microRNAs芯片结果的生物信息学分析 | 第29-33页 |
| ·实时定量PCR验证microRNAs芯片结果 | 第33页 |
| ·讨论 | 第33-35页 |
| 第三章 miR-16抑制dMSC的增殖和血管调节功能 | 第35-56页 |
| ·引言 | 第35页 |
| ·实验材料 | 第35-37页 |
| ·实验对象 | 第35-36页 |
| ·主要试剂 | 第36页 |
| ·主要仪器设备 | 第36-37页 |
| ·实验方法 | 第37-42页 |
| ·蜕膜来源间充质干细胞的分离及纯化 | 第37页 |
| ·microRNA的转染及检测 | 第37-38页 |
| ·Q-PCR检测microRNA的表达 | 第38页 |
| ·Q-PCR分析靶基因的mRNA水平 | 第38-39页 |
| ·Western blot检测蛋白表达 | 第39-40页 |
| ·ELISA检测不同转染组MSC培养上清中的VEGF表达 | 第40-41页 |
| ·Annexin V/PI双染法检测细胞凋亡 | 第41页 |
| ·CCK-8法检测细胞活力 | 第41页 |
| ·细胞周期的检测 | 第41-42页 |
| ·内皮细胞成血管实验 | 第42页 |
| ·内皮细胞迁移能力检测(transwell法) | 第42页 |
| ·实验结果与分析 | 第42-54页 |
| ·高表达的miR-16抑制dMSC的增殖活性 | 第42-44页 |
| ·miR-16不影响dMSC的凋亡和表型 | 第44-45页 |
| ·高表达的miR-16引起dMSC细胞周期的阻滞 | 第45-47页 |
| ·高表达miR-16的dMSC抑制了滋养层细胞的迁移能力和HUVEC的成血管功能 | 第47-48页 |
| ·转染miR-16后其靶基因的表达 | 第48-50页 |
| ·CCNE1是miR-16引起dMSC周期阻滞的关键靶点 | 第50-51页 |
| ·VEGFA在miR-16抑制dMSC的血管调控功能中起关键作用 | 第51-52页 |
| ·CCNE1和VEGFA在正常人和sPE病人dMSC中的差异表达 | 第52-53页 |
| ·miR-16表达与CCNE1、VEGFA表达的相关性分析 | 第53-54页 |
| ·讨论 | 第54-56页 |
| 结论 | 第56-57页 |
| 参考文献 | 第57-60页 |
| 附录 | 第60-63页 |
| 硕士期间科研成果 | 第63-65页 |
| 致谢 | 第65-66页 |
