中文摘要 | 第4-7页 |
abstract | 第7-9页 |
绪论 | 第12-19页 |
参考文献 | 第15-19页 |
材料与方法 | 第19-34页 |
1 实验动物及仪器设备 | 第19-20页 |
1.1 实验动物 | 第19页 |
1.2 主要仪器 | 第19-20页 |
2 主要试剂及配置 | 第20-24页 |
2.1 细胞培养 | 第20页 |
2.2 RNA提取和实时荧光定量PCR | 第20-21页 |
2.3 细胞活力分析 | 第21页 |
2.4 细胞凋亡分析 | 第21-22页 |
2.5 荧光素酶报告基因系统 | 第22页 |
2.6 Western blot和细胞免疫荧光 | 第22-24页 |
3 实验流程与方法 | 第24-34页 |
3.1 细胞培养 | 第24-25页 |
3.2 氧糖剥夺模型(oxygen-glucose deprivation, OGD)模型建立 | 第25页 |
3.3 MTT分析法检测OGD处理后海马神经元细胞活力的变化 | 第25-26页 |
3.4 实时荧光定量PCR分析miR-27a在OGD处理后海马神经元中的表达变化 | 第26页 |
3.5 MTT分析法检测miR-27a对OGD处理后海马神经元细胞活力的影响 | 第26-27页 |
3.6 流式细胞仪和TUNEL分析法miR-27a对OGD处理后海马神经元细胞凋亡的影响 | 第27-28页 |
3.7 荧光素酶报告基因系统验证FOXO1是mi R-27a调控靶基因 | 第28-31页 |
3.8 Western blot分析法检测miR-27a对OGD处理后海马神经元中凋亡相关蛋白表达的影响 | 第31-32页 |
3.9 挽救实验验证miR-27a通过调控FOXO1促进OGD处理后海马神经元的保护 | 第32-33页 |
3.10 统计学处理 | 第33-34页 |
结果 | 第34-55页 |
1. 大鼠原代海马神经元氧糖剥夺模型(oxygen-glucose deprivation, OGD)建立 | 第34-36页 |
1.1 大鼠原代海马神经元培养 | 第34-35页 |
1.2 光镜下细胞形态的改变 | 第35页 |
1.3 MTT分析法检测OGD处理后海马神经元细胞活力的变化 | 第35-36页 |
2. 实时荧光定量PCR分析miR-27a在OGD处理后海马神经元中的表达变化 | 第36-37页 |
3. 转染miR-27a mimic后,实时荧光定量PCR分析miR-27a的表达变化 | 第37-40页 |
4. 转染miR-27a mimic后,MTT分析法检测miR-27a对OGD处理后海马神经元细胞活力的影响 | 第40-41页 |
5. miR-27a对OGD处理后海马神经元细胞凋亡的影响 | 第41-44页 |
5.1 流式细胞仪分析法分析MIR-27A对OGD处理后海马神经元细胞凋亡的影响 | 第41-42页 |
5.2 TUNEL分析法分析MIR-27A对OGD处理后海马神经元细胞凋亡的影响 | 第42-44页 |
6. 验证FOXO1是miR-27a调控靶基因 | 第44-48页 |
6.1 miR-27a靶基因预测 | 第44-46页 |
6.2 miR-27a与靶基因FOXO13’-UTR互补结合位点的预测 | 第46页 |
6.3 荧光素酶报告基因系统检测FOXO1是mi R-27a的调控靶基因 | 第46-47页 |
6.4 Western blot分析法验证miR-27a对FOXO1蛋白表达的调控作用 | 第47-48页 |
7. 挽救实验验证miR-27a通过调控FOXO1促进OGD处理后海马神经元的保护 | 第48-53页 |
7.1 Western blot检测FOXO1蛋白表达 | 第48-50页 |
7.2 MTT分析miR-27a通过调控FOXO1促进OGD处理后海马神经元的存活 | 第50-51页 |
7.3 流式细胞仪分析法检测miR-27a通过调控FOXO1促进OGD处理后海马神经元的存活 | 第51-53页 |
8. Western blot分析miR-27a对OGD处理后海马神经元中凋亡相关蛋白表达的影响 | 第53-55页 |
讨论 | 第55-58页 |
结论 | 第58-59页 |
参考文献 | 第59-65页 |
综述 新生儿缺氧缺血性脑病研究现状及治疗进展 | 第65-77页 |
参考文献 | 第72-77页 |
攻读博士期间发表的论文 | 第77-78页 |
英文缩写词表 | 第78-80页 |
致谢 | 第80-81页 |