中文摘要 | 第10-12页 |
ABSTRACT | 第12-13页 |
符号说明 | 第14-17页 |
第一章 前言 | 第17-31页 |
1.1 自噬 | 第17-23页 |
1.2 凋亡 | 第23-26页 |
1.3 破骨细胞 | 第26-31页 |
第二章 双联苄类化合物诱导自噬的活性筛选 | 第31-41页 |
2.1 实验材料 | 第32-35页 |
2.1.1 细胞株 | 第32页 |
2.1.2 化合物 | 第32-33页 |
2.1.3 试剂 | 第33页 |
2.1.4 主要试剂配制 | 第33-35页 |
2.1.5 仪器 | 第35页 |
2.2 实验方法 | 第35-37页 |
2.2.1 细胞培养 | 第35-36页 |
2.2.2 化合物处理细胞 | 第36页 |
2.2.3 Western blotting检测 | 第36-37页 |
2.3 实验结果 | 第37-39页 |
2.3.1 6种双联苄类化合物均能诱导U87细胞发生自噬 | 第37-39页 |
2.3.2 RD和MC诱导激素非依赖前列腺癌PC-3细胞LC-3表达 | 第39页 |
2.4 实验讨论 | 第39-41页 |
第三章 自噬在双联苄类化合物诱导肿瘤细胞凋亡中的作用 | 第41-52页 |
3.1 实验材料 | 第41-43页 |
3.1.1 细胞株 | 第41页 |
3.1.2 化合物 | 第41-42页 |
3.1.3 试剂 | 第42页 |
3.1.4 主要试剂配制 | 第42页 |
3.1.5 主要仪器设备 | 第42-43页 |
3.2 实验方法 | 第43-45页 |
3.2.1 细胞培养 | 第43-44页 |
3.3.2 化合物或抑制剂处理细胞 | 第44页 |
3.2.2 Western blotting检测 | 第44页 |
3.2.3 siRNA干扰Atg5 | 第44页 |
3.2.4 流式细胞技术检测细胞凋亡 | 第44页 |
3.2.5 MTT检测细胞活力 | 第44-45页 |
3.2.6 统计学处理 | 第45页 |
3.3 实验结果 | 第45-49页 |
3.3.1 RD促进PC-3细胞发生自噬 | 第45页 |
3.3.2 自噬抑制剂增强RD诱导的PC-3细胞凋亡 | 第45-47页 |
3.3.3 阻断Atg5表达促进RD诱导的细胞凋亡 | 第47-49页 |
3.3.4 凋亡抑制剂处理不影响PC-3细胞中自噬的发生 | 第49页 |
3.4 实验讨论 | 第49-52页 |
第四章 双联苄类化合物对破骨细胞形成和自噬的作用 | 第52-70页 |
4.1 实验材料 | 第52-55页 |
4.1.1 细胞及RASF | 第52页 |
4.1.2 化合物 | 第52页 |
4.1.3 试剂 | 第52-53页 |
4.1.4 主要试剂配制 | 第53-54页 |
4.1.5 主要仪器设备 | 第54-55页 |
4.2 实验方法 | 第55-60页 |
4.2.1 细胞分离 | 第55-56页 |
4.2.2 CD14~+细胞的纯度分析 | 第56页 |
4.2.3 CD14~+细胞培养及破骨细胞诱导条件 | 第56-57页 |
4.2.4 RAW264.7细胞培养及破骨诱导条件 | 第57页 |
4.2.5 TRAP染色及多核细胞计数 | 第57页 |
4.2.6 RNA提取及浓度测定 | 第57-58页 |
4.2.7 RNA逆转录 | 第58页 |
4.2.8 实时定量PCR | 第58-59页 |
4.2.9 肌动蛋白染色 | 第59页 |
4.2.10 Western blotting检测 | 第59页 |
4.2.11 MTT检测细胞活力 | 第59页 |
4.2.12 RASF处理OCs形成过程 | 第59页 |
4.2.13 统计学处理 | 第59-60页 |
4.3 实验结果 | 第60-68页 |
4.3.1 MC和RD对人CD14~+单核细胞分化为OCs的影响 | 第60-62页 |
4.3.2 MC和RD对RAW264.7细胞分化为OCs的影响 | 第62-64页 |
4.3.3 MC对OCs肌动蛋白环形成的影响 | 第64-65页 |
4.3.4 MC抑制RASF诱导的OCs生成 | 第65-66页 |
4.3.5 MC对OCs形成中相关因子表达的影响 | 第66-67页 |
4.3.6 OCs形成过程中LC3的变化 | 第67-68页 |
4.4 实验讨论 | 第68-70页 |
结论 | 第70-72页 |
参考文献 | 第72-83页 |
致谢 | 第83-84页 |
攻读硕士学位期间发表的学术论文 | 第84-85页 |
附表 | 第85页 |