| 摘要 | 第3-4页 |
| Abstract | 第4-5页 |
| 主要符号对照表 | 第12-13页 |
| 第1章 引言 | 第13-34页 |
| 1.1 脑缺血再灌病理生理及其研究进展 | 第13-20页 |
| 1.1.1 脑卒中的定义 | 第13页 |
| 1.1.2 缺血性脑中风的病理生理学及研究进展 | 第13-19页 |
| 1.1.3 缺血性脑中风的治疗现状 | 第19-20页 |
| 1.2 细胞周期调控及神经细胞周期生物学研究进展 | 第20-26页 |
| 1.2.1 周期蛋白依赖性蛋白激酶（CDK）的调节 | 第20-21页 |
| 1.2.2 细胞周期的质量控制：限制点和检查点 | 第21-23页 |
| 1.2.3 视网膜母细胞瘤抑制基因(Retinoblastoma gene) | 第23-25页 |
| 1.2.4 神经元细胞周期研究进展 | 第25-26页 |
| 1.3 mRNA 稳定性及其与 poly A 的关系 | 第26-29页 |
| 1.4 小檗碱的神经药理作用 | 第29-31页 |
| 1.5 论文工作概述 | 第31-34页 |
| 1.5.1 选题的目的和意义 | 第31-32页 |
| 1.5.2 实验设计 | 第32页 |
| 1.5.3 研究方案 | 第32-33页 |
| 1.5.4 论文的组织结构 | 第33-34页 |
| 第2章 小檗碱体外对缺糖缺氧再灌注损伤神经细胞的保护作用 | 第34-44页 |
| 2.1 本章引论 | 第34页 |
| 2.2 材料与方法 | 第34-37页 |
| 2.2.1 实验材料与仪器 | 第34-35页 |
| 2.2.2 细胞培养 | 第35页 |
| 2.2.3 缺糖缺氧再灌注模型和给药方式 | 第35页 |
| 2.2.4 MTT 法检测细胞存活力 | 第35-36页 |
| 2.2.5 结晶紫染色法检测细胞活力 | 第36页 |
| 2.2.6 FITC Annexin V/PI 双染检测细胞凋亡 | 第36页 |
| 2.2.7 数据统计分析 | 第36-37页 |
| 2.3 实验结果 | 第37-43页 |
| 2.3.1 小檗碱对 PC12 细胞的毒性作用 | 第37页 |
| 2.3.2 小檗碱对 PC12 细胞缺糖缺氧再灌注损伤的保护作用 | 第37-38页 |
| 2.3.3 小檗碱保护作用的开关效应 | 第38-40页 |
| 2.3.4 小檗碱对 PC12细胞缺糖缺氧再灌注损伤的保护作用的的形态学观察 | 第40-41页 |
| 2.3.5 PC12 细胞缺糖缺氧后细胞凋亡的变化 | 第41-43页 |
| 2.4 本章小结 | 第43-44页 |
| 第3章 小檗碱体外对缺糖缺氧再灌注损伤神经细胞细胞周期和细胞生长的影响 | 第44-50页 |
| 3.1 本章引论 | 第44页 |
| 3.2 材料与方法 | 第44-46页 |
| 3.2.1 实验材料与仪器 | 第44-45页 |
| 3.2.2 细胞的培养、模型的构建及给药方式 | 第45页 |
| 3.2.3 碘化丙啶染色流式检测细胞周期 | 第45页 |
| 3.2.4 FITC Annexin V/PI 双染检测细胞凋亡 | 第45页 |
| 3.2.5 细胞计数 | 第45-46页 |
| 3.3 实验结果 | 第46-49页 |
| 3.3.1 PC12 细胞缺糖缺氧损伤后细胞周期的变化及小檗碱的作用 | 第46-47页 |
| 3.3.2 小檗碱对 PC12 细胞生长的影响 | 第47-48页 |
| 3.3.3 缺糖缺氧再灌注损伤的不同时期下细胞周期的变化及小檗碱的作用 | 第48-49页 |
| 3.4 本章小结 | 第49-50页 |
| 第4章 小檗碱对 PC12 细胞缺糖缺氧再灌注损伤后细胞凋亡和周期信号的影响 | 第50-61页 |
| 4.1 本章引论 | 第50-51页 |
| 4.2 材料与方法 | 第51-54页 |
| 4.2.1 实验材料与仪器 | 第51页 |
| 4.2.2 细胞的培养、模型的构建及给药方式 | 第51页 |
| 4.2.3 同步化的细胞周期的检测 | 第51页 |
| 4.2.4 荧光定量 PCR（Real-time PCR）测定 mRNA 的相对表达量 | 第51-52页 |
| 4.2.5 Western blot 检测蛋白表达量 | 第52-54页 |
| 4.3 实验结果 | 第54-60页 |
| 4.3.1 血清饥饿法同步化细胞周期 | 第54-55页 |
| 4.3.2 基因在蛋白和 mRNA 水平的变化 | 第55-60页 |
| 4.4 本章小结 | 第60-61页 |
| 第5章 小檗碱对原代神经元缺糖缺氧再灌注损伤后细胞凋亡和周期信号的影响 | 第61-69页 |
| 5.1 本章引论 | 第61页 |
| 5.2 材料与方法 | 第61-62页 |
| 5.2.1 实验材料与仪器 | 第61页 |
| 5.2.2 原代神经元的分离和培养 | 第61-62页 |
| 5.2.3 原代神经元的鉴定 | 第62页 |
| 5.2.4 缺糖缺氧模型的构建及给药方式 | 第62页 |
| 5.2.5 荧光定量 PCR（Real-time PCR）测定 mRNA 的相对表达量 | 第62页 |
| 5.2.6 Western blot 检测蛋白表达量 | 第62页 |
| 5.3 实验结果 | 第62-68页 |
| 5.3.1 Caspase-3 表达的变化 | 第63-64页 |
| 5.3.2 Bad 表达及其磷酸化的变化 | 第64页 |
| 5.3.3 CyclinD1 表达的变化 | 第64-66页 |
| 5.3.4 p53 表达的变化 | 第66页 |
| 5.3.5 E2F1 表达的变化 | 第66-67页 |
| 5.3.6 Rb 表达及其磷酸化的变化 | 第67-68页 |
| 5.4 本章小结 | 第68-69页 |
| 第6章 小檗碱对小鼠脑缺血再灌注模型的保护作用及对神经元细胞周期的影响 | 第69-78页 |
| 6.1 本章引论 | 第69页 |
| 6.2 材料与方法 | 第69-71页 |
| 6.2.1 实验材料与仪器 | 第69页 |
| 6.2.2 小鼠双侧颈总动脉结扎模型及小鼠给药方式 | 第69-70页 |
| 6.2.3 荧光定量 PCR（Real-time PCR）测定 mRNA 的相对表达量 | 第70-71页 |
| 6.2.4 Western blot 检测蛋白表达量 | 第71页 |
| 6.3 实验结果 | 第71-77页 |
| 6.3.1 Caspase-3 表达的变化 | 第71-72页 |
| 6.3.2 Bad 表达及其磷酸化的变化 | 第72-73页 |
| 6.3.3 CyclinD1 表达的变化 | 第73-74页 |
| 6.3.4 p53 表达的变化 | 第74-75页 |
| 6.3.5 E2F1 表达的变化 | 第75页 |
| 6.3.6 Rb 表达及其磷酸化的变化 | 第75-77页 |
| 6.4 本章小结 | 第77-78页 |
| 第7章 小檗碱对细胞周期调控因子作用特异性的探讨 | 第78-103页 |
| 7.1 本章引论 | 第78页 |
| 7.2 材料与方法 | 第78-84页 |
| 7.2.1 实验材料与仪器 | 第78-79页 |
| 7.2.2 细胞的培养、模型的构建及给药方式 | 第79页 |
| 7.2.3 siRNA 的转染 | 第79页 |
| 7.2.4 MTT 法检测细胞存活力 | 第79页 |
| 7.2.5 FITC Annexin V/PI 双染检测细胞凋亡 | 第79页 |
| 7.2.6 碘化丙啶染色流式检测细胞周期 | 第79-80页 |
| 7.2.7 利用慢病毒构建 RB1 过表达细胞系 | 第80-82页 |
| 7.2.8 利用慢病毒构建 RB1 敲低细胞系 | 第82-84页 |
| 7.2.9 荧光定量 PCR（Real-time PCR）测定 mRNA 的相对表达量 . | 第84页 |
| 7.2.10 Western blot 检测蛋白表达量 | 第84页 |
| 7.2.11 分子对接实验 | 第84页 |
| 7.3 实验结果 | 第84-102页 |
| 7.3.1 CyclinD1 特异性的验证 | 第84-88页 |
| 7.3.2 P53 特异性的验证 | 第88-92页 |
| 7.3.3 Rb 特异性的验证---Rb 敲低细胞系验证 | 第92-96页 |
| 7.3.4 Rb 特异性的验证---Rb 过表达细胞系验证 | 第96-101页 |
| 7.3.5 小檗碱与特异性蛋白的对接 | 第101-102页 |
| 7.4 本章小结 | 第102-103页 |
| 第8章 小檗碱在缺糖缺氧再灌注损伤模型下对 PI3K/AKT 通路的影响以及与细胞周期的联系 | 第103-112页 |
| 8.1 本章引论 | 第103页 |
| 8.2 材料与方法 | 第103-104页 |
| 8.2.1 实验材料与仪器 | 第103-104页 |
| 8.2.2 细胞的培养、模型的构建及给药方式 | 第104页 |
| 8.2.3 原代神经元的分离和鉴定 | 第104页 |
| 8.2.4 小鼠双侧颈总动脉结扎模型及小鼠给药方式 | 第104页 |
| 8.2.5 荧光定量 PCR（Real-time PCR）测定 mRNA 的相对表达量 | 第104页 |
| 8.2.6 Western blot 检测蛋白表达量 | 第104页 |
| 8.3 实验结果 | 第104-111页 |
| 8.3.1 小檗碱在 mRNA 水平对 PI3K/AKT 通路的影响 | 第104页 |
| 8.3.2 抑制剂筛选确定在缺糖缺氧再灌注损伤中影响的通路 | 第104页 |
| 8.3.3 PI3K 抑制剂和小檗碱对 PI3K/AKT 及细胞周期调控通路的影响 | 第104-107页 |
| 8.3.4 mRNA 水平检测 PC12 细胞 OGD 损伤后小檗碱对 PI3K/AKT 和细胞周期调节的时差性 | 第107-108页 |
| 8.3.5 蛋白水平检测 PC12 细胞 OGD 损伤后小檗碱对 PI3K/AKT 和细胞周期调节的时差性 | 第108-110页 |
| 8.3.6 mRNA 水平检测小鼠脑缺血模型下小檗碱对 PI3K/AKT 和细胞周期调节的时差性 | 第110-111页 |
| 8.4 本章小结 | 第111-112页 |
| 第9章 小檗碱对 RB1 基因作用位点的确证 | 第112-126页 |
| 9.1 本章引论 | 第112页 |
| 9.2 材料与方法 | 第112-116页 |
| 9.2.1 实验材料与仪器 | 第112-113页 |
| 9.2.2 细胞的培养、模型的构建及给药方式 | 第113页 |
| 9.2.3 构建 Rb 启动子启动 GFP 的质粒（Rb promoter-GFP） | 第113页 |
| 9.2.4 流式细胞仪检测 GFP 的荧光强度 | 第113-114页 |
| 9.2.5 荧光定量 PCR（Real-time PCR）测定 mRNA 的相对表达量 | 第114页 |
| 9.2.6 凝胶迁移实验 | 第114-115页 |
| 9.2.7 染色质免疫沉淀实验 | 第115页 |
| 9.2.8 Western blot 检测蛋白表达量 | 第115页 |
| 9.2.9 构建质粒 Rb promoter-Rb-GFP 和质粒 Rb promoter-Rb-GFP -ΔpolyA | 第115-116页 |
| 9.2.10 荧光光谱检测 poly(A)与小檗碱的结合 | 第116页 |
| 9.3 实验结果 | 第116-125页 |
| 9.3.1 小檗碱对 RB1 启动子活性的影响 | 第116-119页 |
| 9.3.2 小檗碱对 SP1 与 RB1 启动子内 GC-box 结合的影响 | 第119-120页 |
| 9.3.3 小檗碱对总 RNA 及 RB1 mRNA 降解的影响 | 第120页 |
| 9.3.4 小檗碱对 RB1 mRNA 中 poly A 的影响 | 第120-125页 |
| 9.4 本章小结 | 第125-126页 |
| 第10章 讨论与结论 | 第126-134页 |
| 10.1 讨论 | 第126-133页 |
| 10.1.1 小檗碱对缺血再灌损伤后神经细胞具有明确的保护作用 | 第126-127页 |
| 10.1.2 小檗碱通过诱导细胞周期阻滞发挥对缺血再灌损伤神经细胞的保护作用 | 第127-130页 |
| 10.1.3 小檗碱诱导细胞周期阻滞的同时激活 PI3K/AKT | 第130-132页 |
| 10.1.4 小檗碱通过与 poly(A)的结合稳定 Rb mRNA、进而上调 Rb 蛋白表达 | 第132-133页 |
| 10.2 结论 | 第133-134页 |
| 参考文献 | 第134-150页 |
| 致谢 | 第150-153页 |
| 个人简历、在学期间发表的学术论文与研究成果 | 第153页 |
