| 摘要 | 第6-8页 |
| ABSTRACT | 第8-9页 |
| 第一章 文献综述 | 第12-22页 |
| 1.1 水杨酸 | 第12-13页 |
| 1.2 植物体中 H_2O_2信号分子及其来源 | 第13-17页 |
| 1.2.1 胺氧化酶 | 第13-15页 |
| 1.2.2 过氧化物酶 | 第15-16页 |
| 1.2.3 NADPH 氧化酶 | 第16页 |
| 1.2.4 线粒体 | 第16-17页 |
| 1.2.5 叶绿体 | 第17页 |
| 1.2.6 限制性底物氧化酶 | 第17页 |
| 1.3 丹参次生代谢物 | 第17-20页 |
| 1.3.1 咖啡酸 | 第18-19页 |
| 1.3.2 迷迭香酸 | 第19页 |
| 1.3.3 丹酚酸 B | 第19-20页 |
| 1.4 研究的目的和意义 | 第20-22页 |
| 第二章 SA 对丹参叶片中 H_2O_2含量的影响 | 第22-27页 |
| 2.1 引言 | 第22页 |
| 2.2 材料与方法 | 第22-23页 |
| 2.2.1 材料来源 | 第22页 |
| 2.2.2 仪器 | 第22-23页 |
| 2.2.3 试剂 | 第23页 |
| 2.2.4 方法 | 第23页 |
| 2.3 结果与分析 | 第23-26页 |
| 2.3.1 处理方式及 SA 诱导浓度筛选 | 第23-25页 |
| 2.3.2 SA 对丹参叶片中 H_2O_2的诱导时间筛选 | 第25-26页 |
| 2.4 讨论与小结 | 第26-27页 |
| 第三章 SA 诱导丹参叶片产生 H_2O_2来源于 NADPH 氧化酶、过氧化物酶及胺氧化酶 | 第27-40页 |
| 3.1 前言 | 第27-28页 |
| 3.2 材料与方法 | 第28-30页 |
| 3.2.1 SA 处理 | 第28页 |
| 3.2.2 抑制剂处理 | 第28页 |
| 3.2.3 细胞壁及质膜提取方法 | 第28-29页 |
| 3.2.4 质膜 NADPH 氧化酶活性检测 | 第29页 |
| 3.2.5 胺氧化酶活性测定 | 第29页 |
| 3.2.6 过氧化物酶的测定 | 第29页 |
| 3.2.7 H_2O_2含量的测定 | 第29页 |
| 3.2.8 数据统计方法 | 第29-30页 |
| 3.3 结果与分析 | 第30-37页 |
| 3.3.1 SA、NADPH 氧化酶抑制剂处理对 NADPH 氧化酶活性及 H_2O_2含量的影响 | 第30-32页 |
| 3.3.2 SA、胺氧化酶抑制剂处理对胺氧化酶活性和 H_2O_2含量的影响 | 第32-35页 |
| 3.3.3 SA、POD 抑制剂处理对 POD 活性和 H_2O_2含量的影响 | 第35-37页 |
| 3.4 讨论与小结 | 第37-40页 |
| 3.4.1 质膜上的 NADPH 氧化酶参与了 SA 诱导 H_2O_2的产生 | 第37-38页 |
| 3.4.2 质外体中以亚精胺和精胺为底物的 PAO 参与了 SA 诱导的 H_2O_2的产生 | 第38页 |
| 3.4.3 离子及共价结合于细胞壁的 POD 参与了 SA 诱导的 H_2O_2的产生 | 第38-40页 |
| 第四章 SA 及各酶抑制剂处理对 PAL 基因表达及酚酸类次生代谢物合成量的影响 | 第40-47页 |
| 4.1 前言 | 第40页 |
| 4.2 材料与方法 | 第40-41页 |
| 4.2.1 材料与处理 | 第40-41页 |
| 4.2.2 RNA 提取及 PAL 基因扩增 | 第41页 |
| 4.2.3 CA、RA 及 Sal B 含量测定方法 | 第41页 |
| 4.3 结果与分析 | 第41-44页 |
| 4.3.1 SA 处理对 PAL 基因表达的影响 | 第41-42页 |
| 4.3.2 SA、各酶抑制剂处理对 PAL 基因表达的影响 | 第42页 |
| 4.3.3 SA、IMD、quinacrine、SHAM 处理对 CA 合成的影响 | 第42-43页 |
| 4.3.4 SA、IMD、quinacrine、SHAM 抑制剂处理对 RA 合成的影响 | 第43-44页 |
| 4.3.5 SA、IMD、quinacrine、SHAM 抑制剂处理对 Sal B 合成的影响 | 第44页 |
| 4.4 讨论与小结 | 第44-47页 |
| 第五章 结论 | 第47-48页 |
| 参考文献 | 第48-56页 |
| 致谢 | 第56-57页 |
| 作者简介 | 第57页 |
