| 图表目录 | 第8-9页 |
| 摘要 | 第9-12页 |
| Abstract | 第12-15页 |
| 第一章 绪论 | 第16-21页 |
| 1. 研究背景 | 第16-18页 |
| 1.1 氧化应激是肝纤维化发生发展的重要因素 | 第16-17页 |
| 1.2 大蒜活性成分及其在防治肝纤维化中的潜在作用 | 第17-18页 |
| 2. 科学问题的提出 | 第18-19页 |
| 3. 研究内容 | 第19-20页 |
| 3.1 体内研究评价DATS对肝损伤和肝纤维化的作用 | 第19页 |
| 3.2 体外研究评价DATS对氧化应激诱导的HSC增殖活化、迁移及其抗氧化能力的影响 | 第19-20页 |
| 4. 研究意义 | 第20-21页 |
| 第二章 DATS对CCl_4诱导的肝纤维化的体内研究 | 第21-42页 |
| 摘要 | 第21页 |
| 1. 实验材料 | 第21-23页 |
| 1.1 实验动物与药物 | 第21页 |
| 1.2 实验试剂 | 第21-22页 |
| 1.3 实验器材 | 第22-23页 |
| 2. 实验方法 | 第23-32页 |
| 2.1 实验用药物DATS、秋水仙碱及20%CCl_4的配制 | 第23页 |
| 2.2 动物实验处理程序 | 第23-24页 |
| 2.3 HE染色及天狼猩红染色 | 第24页 |
| 2.4 免疫荧光染色 | 第24页 |
| 2.5 Reverse transcription-polymerase chain reaction(RT-PCR) | 第24-27页 |
| 2.6 Western blot | 第27-29页 |
| 2.7 肝组织中羟脯氨酸(Hyp)含量的测定 | 第29-30页 |
| 2.8 肝组织中脂质过氧化物(LPO)含量的测定 | 第30-31页 |
| 2.9 肝组织中丙二醛(MDA)含量的测定 | 第31-32页 |
| 2.10 肝组织中还原型谷胱甘肽(GSH)含量的测定 | 第32页 |
| 3. 实验结果 | 第32-40页 |
| 3.1 DATS减轻由CCl_4引起的肝组织损伤 | 第32-35页 |
| 3.2 DATS减少由CCl_4引起的胶原蛋白的沉积 | 第35-36页 |
| 3.3 DATS抑制HSC的活化 | 第36-39页 |
| 3.4 DATS抑制氧化应激 | 第39-40页 |
| 4. 实验讨论 | 第40-42页 |
| 第三章 DATS对氧化应激诱导的肝星状细胞(HSC)增殖活化、迁移及其抗氧化能力的体外研究 | 第42-66页 |
| 摘要 | 第42页 |
| 1. 实验材料 | 第42-44页 |
| 1.1 实验用细胞及药物 | 第42页 |
| 1.2 实验试剂 | 第42-43页 |
| 1.3 实验器材 | 第43-44页 |
| 2. 实验方法 | 第44-54页 |
| 2.1 实验用H_2O_2和药物DATS配制 | 第44页 |
| 2.2 MTT法观察不同浓度的H_2O_2对HSC增殖的影响 | 第44-45页 |
| 2.3 MTT法观察不同浓度的DATS对HSC增殖的影响 | 第45页 |
| 2.4 LDH法观察不同浓度的DATS对HSC的毒性 | 第45-46页 |
| 2.5 MTT法观察DATS对氧化应激诱导的HSC增殖的影响 | 第46-47页 |
| 2.6 Western blot检测与HSC活化相关蛋白的表达情况 | 第47-48页 |
| 2.7 Real-time PCR检测与HSC活化相关mRNA的表达情况 | 第48页 |
| 2.8 流式细胞仪检测DATS对HSC周期的影响 | 第48-49页 |
| 2.9 Western blot检测与HSC周期相关蛋白的表达情况 | 第49页 |
| 2.10 流式细胞仪检测DATS对HSC凋亡的影响 | 第49-50页 |
| 2.11 Hoechst33258染色检测DATS对HSC凋亡的影响 | 第50-51页 |
| 2.12 Western blot检测与HSC凋亡相关蛋白的表达情况 | 第51页 |
| 2.13 划痕实验考查DATS对氧化应激诱导的HSC水平方向运动能力的影响 | 第51页 |
| 2.14 Transwell小室实验考查DATS对氧化应激诱导的HSC垂直方向运动能力的影响 | 第51-52页 |
| 2.15 荧光显微镜观察不同组别中ROS水平的表达情况 | 第52页 |
| 2.16 流式细胞仪检测不同组别中ROS水平的表达情况 | 第52-53页 |
| 2.17 脂质过氧化物(LPO)含量的测定 | 第53页 |
| 2.18 还原型谷胱甘肽(GSH)含量的测定 | 第53-54页 |
| 3. 实验结果 | 第54-63页 |
| 3.1 DATS抑制氧化应激诱导的HSC的增殖活化 | 第54-57页 |
| 3.2 DATS促使氧化应激诱导的HSC阻滞于G2/M期 | 第57-58页 |
| 3.3 DATS促进氧化应激诱导的HSC凋亡 | 第58-60页 |
| 3.4 DATS抑制氧化应激诱导的HSC的迁移 | 第60-61页 |
| 3.5 DATS具有显著的抗氧化能力 | 第61-63页 |
| 4. 实验讨论 | 第63-66页 |
| 第四章 DATS抑制肝星状细胞(HSC)增殖活化、迁移及抗氧化的机制研究 | 第66-78页 |
| 摘要 | 第66页 |
| 1. 实验材料 | 第66-68页 |
| 1.1 实验用细胞 | 第66页 |
| 1.2 实验试剂 | 第66-67页 |
| 1.3 实验器材 | 第67-68页 |
| 2. 实验方法 | 第68-71页 |
| 2.1 实验用碘乙酰胺(IAM)的配制 | 第68页 |
| 2.2 还原型谷胱甘肽(GSH)含量的测定 | 第68页 |
| 2.3 Western blot检测加入IAM后DATS对HSC活化相关蛋白表达情况的影响 | 第68页 |
| 2.4 流式细胞仪检测加入IAM后DATS对HSC周期的影响 | 第68-69页 |
| 2.5 Western blot检测加入IAM后DATS对HSC相关周期蛋白表达情况的影响 | 第69页 |
| 2.6 流式细胞仪检测加入IAM后DATS对HSC凋亡的影响 | 第69页 |
| 2.7 Western blot检测加入IAM后DATS对HSC相关凋亡蛋白表达情况的影响 | 第69页 |
| 2.8 划痕实验考查加入IAM后DATS对HSC水平方向运动能力的影响 | 第69-70页 |
| 2.9 Transwell小室实验考查加入IAM后DATS对HSC垂直方向运动能力的影响 | 第70页 |
| 2.10 流式细胞仪检测不同组别中ROS水平的表达情况 | 第70页 |
| 2.11 脂质过氧化物(LPO)含量的测定 | 第70-71页 |
| 2.12 还原型谷胱甘肽(GSH)含量的测定 | 第71页 |
| 3. 实验结果 | 第71-76页 |
| 3.1 由DATS释放的H_2S可能是其抑制HSC增殖活化、迁移及抗氧化机制 | 第71-76页 |
| 4. 实验讨论 | 第76-78页 |
| 第五章 全文总结与展望 | 第78-80页 |
| 文献综述 | 第80-89页 |
| 参考文献 | 第84-89页 |
| 附录 (英文缩略词) | 第89-91页 |
| 攻读硕士学位期间取得的学术成果 | 第91-92页 |
| 1. 发表的学术论文 | 第91页 |
| 2. 获得奖项 | 第91-92页 |
| 致谢 | 第92页 |
