| 中文摘要 | 第6-9页 |
| 英文摘要 | 第9-13页 |
| 缩略词说明 | 第18-19页 |
| 第一章 绪论 | 第19-33页 |
| 第二章 LNX2基因在破骨细胞分化过程的表达水平研究 | 第33-48页 |
| 2.1 前言 | 第33页 |
| 2.2 实验动物 | 第33-34页 |
| 2.3 主要试剂 | 第34-35页 |
| 2.4 主要仪器和耗材 | 第35-36页 |
| 2.5 常用试剂的配制 | 第36页 |
| 2.6 实验方法 | 第36-41页 |
| 2.6.1 骨髓来源的巨噬细胞（BMMs)的培养 | 第36-37页 |
| 2.6.2 BMMs诱导破骨细胞 | 第37-38页 |
| 2.6.3 从细胞中提取全RNA | 第38页 |
| 2.6.4 将全RNA逆转录为cDNA | 第38-39页 |
| 2.6.5 荧光实时定量PCR(RT-PCR) | 第39-40页 |
| 2.6.6 抗酒石酸酸性磷酸酶（TRAP)染色 | 第40页 |
| 2.6.7 骨片染色 | 第40-41页 |
| 2.6.8 破骨细胞的鉴定 | 第41页 |
| 2.6.9 数据统计分析 | 第41页 |
| 2.7 实验结果 | 第41-44页 |
| 2.7.1 TRAP染色观察RANKL诱导BMMs分化成破骨细胞的细胞形态学变化 | 第41-42页 |
| 2.7.2 骨片染色观察RANKL诱导BMMs向破骨细胞形成的骨吸收情况 | 第42-43页 |
| 2.7.3 LNX在破骨细胞诱导分化过程中的表达情况 | 第43-44页 |
| 2.8 讨论 | 第44-47页 |
| 2.9 结论 | 第47-48页 |
| 第三章 LNX2对于破骨细胞分化及功能的影响及可能的调控机制 | 第48-76页 |
| 3.1 引言 | 第48-49页 |
| 3.2 菌株、质粒和细胞株 | 第49-50页 |
| 3.3 主要试剂 | 第50-51页 |
| 3.4 主要仪器和耗材 | 第51-52页 |
| 3.5 常用试剂的配制 | 第52-53页 |
| 3.6 实验方法 | 第53-62页 |
| 3.6.1 293-T细胞培养 | 第53-54页 |
| 3.6.2 BMMs的培养 | 第54页 |
| 3.6.3 质粒转化 | 第54-55页 |
| 3.6.4 提取质粒 | 第55-56页 |
| 3.6.5 测定质粒浓度 | 第56页 |
| 3.6.6 慢病毒包装 | 第56页 |
| 3.6.7 BMMs转染慢病毒 | 第56-57页 |
| 3.6.8 诱导转染后BMMs向破骨细胞分化 | 第57-58页 |
| 3.6.9 免疫荧光染色 | 第58页 |
| 3.6.10 蛋白质免疫印迹（Western Blot） | 第58-62页 |
| 3.6.11 荧光实时定量PCR | 第62页 |
| 3.6.12 数据统计分析 | 第62页 |
| 3.7 实验结果 | 第62-72页 |
| 3.7.1 慢病毒介导shRNA特异性降低LNX2在破骨细胞中的表达水平 | 第62-63页 |
| 3.7.2 TRAP染色观察沉默LNX2后破骨细胞分化的形态学变化 | 第63-64页 |
| 3.7.3 骨片染色观察沉默LNX2后破骨细胞形成骨吸收陷窝能力变化 | 第64-65页 |
| 3.7.4 沉默LNX2后破骨细胞标记基因（Acp5和Ctsk）基因表达水平变化 | 第65-66页 |
| 3.7.5 沉默LNX2后破骨细胞标记基因（Ctsk）蛋白表达水平变化 | 第66-67页 |
| 3.7.6 沉默LNX2后Numb蛋白表达水平变化 | 第67-68页 |
| 3.7.7 沉默LNX2后免疫荧光染色观察Numb在细胞内分布变化 | 第68-69页 |
| 3.7.8 沉默LNX2后Notch1和Notch2蛋白表达水平变化 | 第69-70页 |
| 3.7.9 沉默LNX2后免疫荧光染色观察Notch2在细胞内分布变化 | 第70-71页 |
| 3.7.10 沉默LNX2后Notc通路下游HES1基因表达水平变化 | 第71-72页 |
| 3.8 讨论 | 第72-75页 |
| 3.9 结论 | 第75-76页 |
| 第四章 过表达LNX2对于破骨细胞分化的影响 | 第76-95页 |
| 4.1 引言 | 第76-77页 |
| 4.2 菌株、质粒和细胞株 | 第77-78页 |
| 4.3 主要试剂 | 第78页 |
| 4.4 主要仪器和耗材 | 第78页 |
| 4.5 常用试剂的配制 | 第78页 |
| 4.6 实验方法 | 第78-88页 |
| 4.6.1 Plat-E细胞培养 | 第78-79页 |
| 4.6.2 质粒转化 | 第79-80页 |
| 4.6.3 提取质粒 | 第80-81页 |
| 4.6.4 cDNA扩增 | 第81-82页 |
| 4.6.5 PCR产物纯化 | 第82页 |
| 4.6.6 PCR纯化产物的酶切 | 第82-83页 |
| 4.6.7 酶切后凝胶电泳 | 第83页 |
| 4.6.8 酶切产物纯化 | 第83页 |
| 4.6.9 酶切产物连接 | 第83-84页 |
| 4.6.10 连接产物转化 | 第84页 |
| 4.6.11 细菌扩增 | 第84页 |
| 4.6.12 二次提取质粒 | 第84页 |
| 4.6.13 诊断性酶切 | 第84-85页 |
| 4.6.14 酶切后凝胶电泳 | 第85页 |
| 4.6.15 测序 | 第85页 |
| 4.6.16 测序后最终产物转化 | 第85页 |
| 4.6.17 细菌扩增 | 第85页 |
| 4.6.18 最终产物提取质粒 | 第85页 |
| 4.6.19 逆病毒包装 | 第85-86页 |
| 4.6.20 BMMs转染逆病毒 | 第86-87页 |
| 4.6.21 BMMs诱导破骨细胞培养 | 第87页 |
| 4.6.22 蛋白质免疫印迹 | 第87页 |
| 4.6.23 荧光实时定量PCR | 第87页 |
| 4.6.24 数据统计分析 | 第87-88页 |
| 4.7 实验结果 | 第88-92页 |
| 4.7.1 导入外源性人全长LNX2后细胞内鼠源LNX2基因水平 | 第88-89页 |
| 4.7.2 导入外源性人全长LNX2后细胞内人源LNX2基因水平 | 第89页 |
| 4.7.3 TRAP染色观察过表达h LNX2后破骨细胞分化的形态学变化 | 第89-90页 |
| 4.7.4 过表达h LNX2后破骨细胞标记基因基因表达水平变化 | 第90-91页 |
| 4.7.5 过表达h LNX2后破骨细胞标记基因和Numb蛋白表达水平变化 | 第91-92页 |
| 4.8 讨论 | 第92-94页 |
| 4.9 本章结论 | 第94-95页 |
| 全文总结 | 第95-96页 |
| 今后研究工作展望 | 第96-97页 |
| 参考文献 | 第97-109页 |
| 攻读博士学位期间发表文章和其他成果 | 第109-110页 |
| 致谢 | 第110-111页 |
