| 摘要 | 第5-8页 |
| abstract | 第8-11页 |
| 缩略词 | 第17-20页 |
| 第一章 绪论 | 第20-46页 |
| 1.1 结直肠癌 | 第20-23页 |
| 1.1.1 散发性结直肠癌 | 第20-21页 |
| 1.1.2 结肠炎相关癌 | 第21-23页 |
| 1.2 肿瘤干细胞与恶性肿瘤 | 第23-27页 |
| 1.2.1 肿瘤干细胞理论 | 第23-24页 |
| 1.2.2 CSC的表面分子 | 第24-25页 |
| 1.2.3 肿瘤干细胞的调控 | 第25-26页 |
| 1.2.4 结直肠癌CSC表型及干预疗效 | 第26-27页 |
| 1.3 MDSC在结直肠癌中的作用 | 第27-35页 |
| 1.3.1 MDSC定义 | 第28-29页 |
| 1.3.2 肿瘤微环境对MDSC的影响 | 第29-31页 |
| 1.3.3 MDSC来源及其免疫抑制功能 | 第31-33页 |
| 1.3.4 MDSC在结直肠癌中的作用 | 第33-35页 |
| 1.4 Exosomes在肿瘤发生发展中的作用 | 第35-38页 |
| 1.4.1 Exosomes的结构 | 第35页 |
| 1.4.2 Exosomes的合成与释放 | 第35-37页 |
| 1.4.3 MDSC来源exosomes的特性 | 第37-38页 |
| 1.4.4 Exosomes在肿瘤发生发展中的作用 | 第38页 |
| 1.5 S100A9在结直肠癌中的作用 | 第38-41页 |
| 1.5.1 S100A9的结构 | 第38-39页 |
| 1.5.2 S100A9活性调控 | 第39-40页 |
| 1.5.3 S100A9的促炎作用 | 第40-41页 |
| 1.5.4 S100A9在结直肠癌中的作用 | 第41页 |
| 1.6 本研究的目的、内容、实验设计及意义 | 第41-46页 |
| 1.6.1 研究目的 | 第41-42页 |
| 1.6.2 研究内容 | 第42页 |
| 1.6.3 实验设计 | 第42-45页 |
| 1.6.4 研究意义 | 第45-46页 |
| 第二章 G-MDSC分泌exosomes增强CT-26细胞干性 | 第46-71页 |
| 2.1 实验仪器和材料 | 第47-51页 |
| 2.1.1 实验仪器 | 第47-48页 |
| 2.1.2 实验材料 | 第48页 |
| 2.1.3 实验试剂 | 第48-50页 |
| 2.1.4 实验动物 | 第50页 |
| 2.1.5 主要溶液配制 | 第50-51页 |
| 2.2 实验方法 | 第51-59页 |
| 2.2.1 CT-26细胞培养 | 第51-52页 |
| 2.2.2 CT-26结直肠癌移植瘤小鼠模型构建 | 第52页 |
| 2.2.3 G-MDSC分离纯化 | 第52-53页 |
| 2.2.4 G-MDSC免疫抑制能力检测 | 第53-54页 |
| 2.2.5 GM-Exo制备 | 第54页 |
| 2.2.6 GM-Exo蛋白定量 | 第54-55页 |
| 2.2.7 透射电子显微镜观察GM-Exo形态 | 第55页 |
| 2.2.8 Westernblot检测GM-Exo相关分子 | 第55-56页 |
| 2.2.9 GM-Exo免疫抑制能力检测 | 第56页 |
| 2.2.10 GM-Exo在MDSC促结直肠癌肿瘤干性效应中的作用 | 第56-57页 |
| 2.2.11 GM-Exo在G-MDSC促肿瘤效应中作用观察 | 第57-58页 |
| 2.2.12 GM-Exo促进CT-26细胞成瘤 | 第58-59页 |
| 2.3 结果 | 第59-69页 |
| 2.3.1 CT-26细胞形态 | 第59-60页 |
| 2.3.2 构建CT-26结直肠癌移植瘤模型 | 第60页 |
| 2.3.3 磁珠分选出高纯度的荷瘤小鼠脾脏G-MDSC | 第60页 |
| 2.3.4 G-MDSC抑制CD4+T细胞增殖反应 | 第60-61页 |
| 2.3.5 制备GM-Exo并定量 | 第61-62页 |
| 2.3.6 GM-Exo的形态观察 | 第62页 |
| 2.3.7 GM-Exo表面CD63和CD9分子检测 | 第62页 |
| 2.3.8 GM-Exo具有免疫抑制能力 | 第62-64页 |
| 2.3.9 Rab27asiRNA抑制G-MDSC中Rab27a表达 | 第64页 |
| 2.3.10 Rab27a抑制减少GM-Exo释放 | 第64页 |
| 2.3.11 Rab27a抑制的G-MDSC促CT-26细胞成球能力下降 | 第64-65页 |
| 2.3.12 Rab27a抑制的G-MDSC促CD44/133表达能力下降 | 第65-66页 |
| 2.3.13 Rab27a抑制的G-MDSC促CT-26细胞移植瘤发生发展的能力下降 | 第66-67页 |
| 2.3.14 GM-Exo被CT-26细胞摄取 | 第67-68页 |
| 2.3.15 GM-Exo增强CT-26细胞成瘤能力 | 第68-69页 |
| 2.4 讨论 | 第69-71页 |
| 第三章 GM-Exo通过S100A9增强CT-26细胞干性 | 第71-87页 |
| 3.1 实验仪器和材料 | 第72-75页 |
| 3.1.1 实验仪器 | 第72-73页 |
| 3.1.2 耗材 | 第73页 |
| 3.1.3 试剂 | 第73-75页 |
| 3.1.4 实验动物 | 第75页 |
| 3.1.5 主要溶液配制 | 第75页 |
| 3.2 实验方法 | 第75-78页 |
| 3.2.1 Westernblot检测GM-Exo中S100A9表达量 | 第75页 |
| 3.2.2 转染S100A9siRNA抑制GM-Exo中S100A9表达 | 第75页 |
| 3.2.3 G-MDSCexosomalS100A9对结直肠癌细胞CT-26干性特性的影响 | 第75-76页 |
| 3.2.4 流式细胞术检测各处理组CT-26细胞中ROS的表达 | 第76-77页 |
| 3.2.5 Westernblot检测Nox4/p-P65/p-Stat3水平 | 第77页 |
| 3.2.6 平板克隆试验观察G-MDSCexosomalS100A9对CT-26细胞增殖的影响 | 第77页 |
| 3.2.7 通过移植瘤模型观察GM-Exo携带的S100A9对CT-26移植瘤的影响 | 第77页 |
| 3.2.8 细胞迁移实验观察G-MDSCexosomalS100A9对CT-26细胞迁移的作用 | 第77-78页 |
| 3.2.9 G-MDSCexosomalS100A9对CT-26细胞肝转移的影响 | 第78页 |
| 3.3 结果 | 第78-86页 |
| 3.3.1 GM-Exo富含S100A9蛋白 | 第78-79页 |
| 3.3.2 S100A9siRNA抑制G-MDSC和GM-Exo中S100A9蛋白表达 | 第79页 |
| 3.3.3 GM-Exo呈S100A9依赖性增强CT-26细胞成球能力 | 第79-80页 |
| 3.3.4 GM-Exo呈S100A9依赖性促进结直肠癌细胞表达CD44/CD | 第80-81页 |
| 3.3.5 GM-Exo呈S100A9依赖性促进CT-26细胞Sox2、Oct4、Nanog及ALDH1A表达 | 第81页 |
| 3.3.6 GM-Exo呈S100A9依赖性增加CT-26细胞中ROS水平 | 第81-82页 |
| 3.3.7 GM-Exo呈S100A9依赖性方式促进CT-26细胞Nox4/p-P65/p-Stat3水平 | 第82页 |
| 3.3.8 GM-Exo呈S100A9依赖性促进CT-26细胞增殖 | 第82-83页 |
| 3.3.9 GM-Exo呈S100A9依赖性促进肿瘤发展 | 第83-84页 |
| 3.3.10 GM-Exo呈S100A9依赖性促进肿瘤迁移 | 第84页 |
| 3.3.11 GM-Exo呈S100A9依赖性促进CT-26细胞肝转移 | 第84-86页 |
| 3.4 讨论 | 第86-87页 |
| 第四章 G-MDSCexosomalS100A9对CAC的作用 | 第87-113页 |
| 4.1 实验仪器和材料 | 第88-91页 |
| 4.1.1 实验仪器 | 第88-89页 |
| 4.1.2 耗材 | 第89页 |
| 4.1.3 试剂 | 第89-91页 |
| 4.1.4 实验动物 | 第91页 |
| 4.1.5 主要溶液配制 | 第91页 |
| 4.2 实验方法 | 第91-98页 |
| 4.2.1 小鼠CAC模型构建 | 第91页 |
| 4.2.2 免疫荧光检测GM-Exo在结肠分布 | 第91-92页 |
| 4.2.3 流式细胞术检测GM-Exo在结肠分布 | 第92页 |
| 4.2.4 炎症性结直肠癌处理方法 | 第92-93页 |
| 4.2.5 观察指标和标本收集、处理 | 第93-94页 |
| 4.2.6 流式细胞术检测各组织中MDSC-和T细胞亚群 | 第94-95页 |
| 4.2.7 免疫组织化学技术检测结肠局部S100A | 第95-96页 |
| 4.2.8 H(5)E染色观察结直肠癌组织病理学变化 | 第96页 |
| 4.2.9 免疫荧光检测GM-Exo在结肠组织分布 | 第96-97页 |
| 4.2.10 流式细胞计数分析CD133阳性细胞的比例 | 第97页 |
| 4.2.11 G-MDSC趋化实验 | 第97页 |
| 4.2.12 小鼠CT-26移植瘤模型构建及干预 | 第97-98页 |
| 4.3 结果 | 第98-110页 |
| 4.3.1 构建CAC小鼠模型 | 第98页 |
| 4.3.2 外源性GM-Exo易分布至肿瘤局部并且具有累加效果 | 第98-99页 |
| 4.3.3 外源性GM-Exo与肿瘤局部细胞融合 | 第99-100页 |
| 4.3.4 GM-Exo呈S100A9依赖性减轻小鼠体重 | 第100页 |
| 4.3.5 GM-Exo呈S100A9依赖性减少CAC小鼠结肠长度 | 第100-101页 |
| 4.3.6 GM-Exo呈S100A9依赖性促进结直肠结节形成 | 第101-102页 |
| 4.3.7 GM-Exo呈S100A9依赖性方式促进结直肠癌进程 | 第102页 |
| 4.3.8 GM-Exo呈S100A9依赖性促进结直肠腺瘤形成 | 第102-103页 |
| 4.3.9 结肠组织CD133表达量与GM-Exo分布量呈正相关 | 第103-104页 |
| 4.3.10 GM-Exo呈S100A9依赖性方式增加结直肠组织CD133阳性细胞百分比 | 第104-105页 |
| 4.3.11 肿瘤局部S100A9含量增加 | 第105页 |
| 4.3.12 肿瘤局部G-MDSC浸润增多 | 第105-106页 |
| 4.3.13 GM-Exo通过S100A9增加肿瘤局部G-MDSC浸润 | 第106页 |
| 4.3.14 GM-Exo依赖于S100A9趋化G-MDSC至外周血和结直肠组织 | 第106-107页 |
| 4.3.15 G-MDS通过S100A9趋化G-MDSC | 第107-108页 |
| 4.3.16 G-MDSCexosomalS100A9抑制CAC小鼠外周血T细胞数量 | 第108-110页 |
| 4.4 讨论 | 第110-113页 |
| 第五章 缺氧促进G-MDSC分泌exosomes | 第113-124页 |
| 5.1 实验仪器和材料 | 第113-115页 |
| 5.1.1 实验仪器 | 第113-114页 |
| 5.1.2 耗材 | 第114页 |
| 5.1.3 试剂 | 第114-115页 |
| 5.1.4 实验动物 | 第115页 |
| 5.1.5 主要溶液配制 | 第115页 |
| 5.2 实验方法 | 第115-120页 |
| 5.2.1 脾脏及肿瘤组织来源G-MDSC分泌exosomes能力检测 | 第115-117页 |
| 5.2.2 qRT-PCR检测脾脏及肿瘤来源G-MDSC中HIF-1?和HIF-2?表达量 | 第117-119页 |
| 5.2.3 Westernblot检测G-MDSC中HIF-1?和Rab27a蛋白水平 | 第119页 |
| 5.2.4 qRT-PCR检测缺氧和YC-1处理的G-MDSC中HIF-1?表达量 | 第119页 |
| 5.2.5 ExoELISA定量G-MDSC分泌的exosoems | 第119-120页 |
| 5.2.6 Westernblot检测HIF-1?抑制后Rab27a蛋白表达水平 | 第120页 |
| 5.3 结果 | 第120-123页 |
| 5.3.1 肿瘤组织来源G-MDSC较脾脏来源G-MDSC分泌exosomes能力增强 | 第120页 |
| 5.3.2 肿瘤组织来源G-MDSC较脾脏来源G-MDSC高表达HIF-1?mRNA | 第120-121页 |
| 5.3.3 缺氧增加脾脏G-MDSC表达HIF-1?和Rab27a蛋白 | 第121页 |
| 5.3.4 YC-1抑制G-MDSC中HIF-1?mRNA表达 | 第121-122页 |
| 5.3.5 缺氧呈HIF-1?依赖性促进G-MDSC分泌exosoems | 第122页 |
| 5.3.6 缺氧呈HIF-1?依赖性增强Rab27a蛋白表达 | 第122-123页 |
| 5.4 讨论 | 第123-124页 |
| 第六章 血浆G-MDSCexosomalS100A9在CRC复发中的临床应用 | 第124-135页 |
| 6.1 实验仪器和材料 | 第124-127页 |
| 6.1.1 实验仪器 | 第124-125页 |
| 6.1.2 耗材 | 第125页 |
| 6.1.3 试剂 | 第125-126页 |
| 6.1.4 实验动物 | 第126-127页 |
| 6.1.5 主要溶液配制 | 第127页 |
| 6.2 实验方法 | 第127-130页 |
| 6.2.1 小鼠血浆exosomes制备 | 第127页 |
| 6.2.2 Exosomes定量 | 第127页 |
| 6.2.3 Westernblot检测小鼠血浆exosomalS100A9水平 | 第127页 |
| 6.2.4 人血浆exosomes制备 | 第127-128页 |
| 6.2.5 流式细胞术分选人血浆CD11b+exosomes | 第128页 |
| 6.2.6 ELISA检测CD11b+exosomes中S100A9含量 | 第128-129页 |
| 6.2.7 ELISA检测人血浆exosomalS100A9含量 | 第129页 |
| 6.2.8 CRC患者MDSCexosomalS100A9对SW480干性的作用 | 第129-130页 |
| 6.3 结果 | 第130-134页 |
| 6.3.1 小鼠血浆exosomalS100A9水平检测 | 第130页 |
| 6.3.2 FCM检测人血浆CD11b+exosomes负载的胶体颗粒占总颗粒的百比例 | 第130-131页 |
| 6.3.3 ELISA检测血浆CD11b+exosomes和CD11b-exosomes中S100A9含量 | 第131页 |
| 6.3.4 ELISA检测人血浆exosomes中S100A9水平 | 第131-132页 |
| 6.3.5 CRC患者肠癌组织M-Exo制备 | 第132页 |
| 6.3.6 M-Exo呈S100A9依赖性增强SW480细胞成球能力 | 第132-133页 |
| 6.3.7 CRC患者肿瘤MDSCexosomalS100A9促进SW480移植瘤发生发展 | 第133-134页 |
| 6.4 讨论 | 第134-135页 |
| 结论 | 第135-136页 |
| 参考文献 | 第136-148页 |
| 在学期间发表的学术论文及其他科研成果 | 第148-149页 |
| 致谢 | 第149页 |
