| 摘要 | 第3-6页 |
| ABSTRACT | 第6-8页 |
| 符号表 | 第9-15页 |
| 第1章 文献综述 | 第15-25页 |
| 1.1 SCs与周围神经损伤 | 第15-18页 |
| 1.1.1 SCs和轴突的相互作用 | 第15-16页 |
| 1.1.2 SCs与巨噬细胞的联系 | 第16页 |
| 1.1.3 SCs与基底膜的联系 | 第16-17页 |
| 1.1.4 SCs与神经因子 | 第17-18页 |
| 1.2 干细胞与周围神经损伤 | 第18-21页 |
| 1.2.1 ESCs的发展应用 | 第19页 |
| 1.2.2 BMSCs的发展应用 | 第19-20页 |
| 1.2.3 脂肪源性干细胞的发展应用 | 第20-21页 |
| 1.3 ADSCs向SCs分化的诱导方法 | 第21-22页 |
| 1.3.1 ADSCs的共培养诱导 | 第21-22页 |
| 1.3.2 ADSCs的化学诱导 | 第22页 |
| 1.3.3 ADSCs的物理诱导 | 第22页 |
| 1.4 本研究设计的目的与意义 | 第22-25页 |
| 第2章 大鼠ADSCs体外分离培养、鉴定 | 第25-31页 |
| 2.1 实验材料 | 第25-26页 |
| 2.1.1 实验动物 | 第25页 |
| 2.1.2 主要试剂 | 第25-26页 |
| 2.1.3 实验仪器 | 第26页 |
| 2.2 实验方法 | 第26-27页 |
| 2.2.1 大鼠ADSCs的体外分离培养 | 第26页 |
| 2.2.2 ADSCs的多向诱导分化 | 第26-27页 |
| 2.2.3 ADSCs表面marker的检测 | 第27页 |
| 2.3 结果与分析 | 第27-29页 |
| 2.3.1 大鼠ADSCs的形态观察 | 第27-28页 |
| 2.3.2 大鼠ADSCs的表面marker鉴定 | 第28页 |
| 2.3.3 大鼠ADSCs的多向分化能力 | 第28-29页 |
| 2.4 讨论 | 第29-31页 |
| 第3章 ADSCs体外定向分化特性研究 | 第31-39页 |
| 3.1 实验材料 | 第31-32页 |
| 3.1.1 实验动物 | 第31页 |
| 3.1.2 主要试剂 | 第31-32页 |
| 3.1.3 实验仪器 | 第32页 |
| 3.2 实验方法 | 第32-33页 |
| 3.2.1 ADSCs的连续传代和不同密度接种 | 第32页 |
| 3.2.2 第 3-12代ADSCs体外成骨和成脂分化能力的比较 | 第32页 |
| 3.2.3 连续传代的ADSCs碱性磷酸酶活性的检测 | 第32-33页 |
| 3.2.4 Western-blot检测连续传代和不同密度接种时ADSCs的BMP-2 表达 | 第33页 |
| 3.3 结果与分析 | 第33-37页 |
| 3.3.1 连续传代对大鼠ADSCs形态学的影响 | 第33-34页 |
| 3.3.2 连续传代对ADSCs脂向分化的影响 | 第34-35页 |
| 3.3.3 连续传代对ADSCs骨向分化的影响 | 第35页 |
| 3.3.4 连续传代对ADSCs分化潜能的影响 | 第35-37页 |
| 3.3.5 接种密度对ADSCs分化潜能的影响 | 第37页 |
| 3.4 讨论 | 第37-39页 |
| 第4章 神经浸出液的制备以及对PC12细胞神经样分化的影响 | 第39-45页 |
| 4.1 实验材料 | 第39-40页 |
| 4.1.1 实验动物 | 第39页 |
| 4.1.2 主要试剂 | 第39-40页 |
| 4.1.3 实验仪器 | 第40页 |
| 4.2 实验方法 | 第40-41页 |
| 4.2.1 神经浸出液的制备 | 第40页 |
| 4.2.2 PC12细胞的体外培养 | 第40页 |
| 4.2.3 用神经浸出液诱导PC12细胞分化 | 第40-41页 |
| 4.2.4 PC12细胞轴突长度测量 | 第41页 |
| 4.2.5 神经元标志性蛋白 β3-tubulin和MAP-2 的Western-blot检测 | 第41页 |
| 4.3 结果与分析 | 第41-43页 |
| 4.3.1 PC12细胞的形态观察 | 第41页 |
| 4.3.2 神经突起的生长 | 第41-42页 |
| 4.3.3 神经元标志物 β3-tubulin和MAP-2 的Western-blot检测结果 | 第42-43页 |
| 4.4 讨论 | 第43-45页 |
| 第5章 神经浸出液诱导ADSCs向SCs分化 | 第45-51页 |
| 5.1 实验材料 | 第46页 |
| 5.1.1 实验动物 | 第46页 |
| 5.1.2 主要试剂 | 第46页 |
| 5.1.3 实验仪器 | 第46页 |
| 5.2 实验方法 | 第46-47页 |
| 5.2.1 大鼠ADSCs的体外分离培养 | 第46-47页 |
| 5.2.2 体外诱导ADSCs向SCs分化 | 第47页 |
| 5.2.3 免疫荧光和Western-blot鉴定诱导后的ADSCs | 第47页 |
| 5.3 结果与分析 | 第47-49页 |
| 5.3.1 ADSCs诱导为SCs的形态变化 | 第47-48页 |
| 5.3.2 诱导分化后ADSCs的Western-blot结果 | 第48-49页 |
| 5.3.3 诱导分化后ADSCs的免疫荧光结果 | 第49页 |
| 5.4 讨论 | 第49-51页 |
| 第6章 神经浸出液诱导的ADSCs对大鼠坐骨神经缺损的修复作用 | 第51-60页 |
| 6.1 实验材料 | 第51-52页 |
| 6.1.1 实验动物 | 第51页 |
| 6.1.2 主要试剂 | 第51页 |
| 6.1.3 主要仪器 | 第51-52页 |
| 6.2 实验方法 | 第52-54页 |
| 6.2.1 ADSCs培养以及向SCs诱导分化 | 第52页 |
| 6.2.2 神经支架材料的制备 | 第52页 |
| 6.2.3 组织工程神经移植物的制备 | 第52页 |
| 6.2.4 SD雄性大鼠坐骨神经缺损的修复 | 第52页 |
| 6.2.5 大体观察 | 第52-53页 |
| 6.2.6 组织学检查 | 第53页 |
| 6.2.7 神经电生理检查 | 第53页 |
| 6.2.8 腓肠肌检测 | 第53页 |
| 6.2.9 数据统计 | 第53-54页 |
| 6.3 结果与分析 | 第54-58页 |
| 6.3.1 形态学观察 | 第54页 |
| 6.3.2 组织学观察 | 第54-56页 |
| 6.3.3 电生理检测 | 第56-57页 |
| 6.3.4 腓肠肌观察 | 第57-58页 |
| 6.4 讨论 | 第58-60页 |
| 参考文献 | 第60-69页 |
| 致谢 | 第69-70页 |
| 攻读学位期间的研究成果 | 第70页 |
