摘要 | 第3-5页 |
Abstract | 第5-6页 |
引言 | 第9-11页 |
第一章 兔USCs原代培养与诱导分化 | 第11-31页 |
1.1 兔尿液的收集及USCs的分离培养 | 第11-13页 |
1.1.1 材料 | 第11-12页 |
1.1.2 实验方法 | 第12-13页 |
1.2 兔USCs生长曲线的测定 | 第13-14页 |
1.2.1 材料 | 第13-14页 |
1.2.2 实验方法 | 第14页 |
1.3 兔USCs体外向上皮细胞(UCs)和平滑肌细胞(SMCs)方向诱导 | 第14-17页 |
1.3.1 材料 | 第14-15页 |
1.3.2 实验方法 | 第15-17页 |
1.4 USCs诱导分化细胞的鉴定 | 第17-23页 |
1.4.1 材料 | 第17-19页 |
1.4.2 实验方法 | 第19-23页 |
1.5 实验结果 | 第23-29页 |
1.5.1 兔尿液的收集及USCs的分离培养 | 第23-26页 |
1.5.2 兔尿源性干细胞生长曲线 | 第26页 |
1.5.3 兔尿源性干细胞多潜能分化(上皮分化和平滑肌分化) | 第26-27页 |
1.5.4 兔USCs诱导分化的细胞鉴定 | 第27-29页 |
1.6 讨论 | 第29-31页 |
1.6.1 兔尿源形干细胞(USCs) | 第29页 |
1.6.2 尿源性干细胞诱导分化为上皮细胞和平滑肌细胞 | 第29-31页 |
第二章 小肠粘膜下层脱细胞基质(SIS)的制备与检测 | 第31-46页 |
2.1 小肠粘膜下层脱细胞基质(SIS)的制备 | 第31页 |
2.1.1 材料 | 第31页 |
2.1.2 实验方法 | 第31页 |
2.2 SIS电镜扫描观察 | 第31-32页 |
2.3 SIS的HE检测 | 第32-33页 |
2.3.1 材料 | 第32页 |
2.3.2 实验方法 | 第32-33页 |
2.4 SIS的Hoechst染色 | 第33-34页 |
2.4.1 材料 | 第33页 |
2.4.2 实验方法 | 第33-34页 |
2.5 经不同浓度PAA氧化脱细胞处理的SIS单轴力学拉伸实验测定 | 第34-35页 |
2.5.1 材料 | 第34页 |
2.5.2 实验方法 | 第34-35页 |
2.6 经不同浓度PAA处理的SIS的残余DNA量测定 | 第35-36页 |
2.6.1 材料 | 第35页 |
2.6.2 实验方法 | 第35-36页 |
2.7 经不同浓度PAA处理的SIS的生长因子TGF-β、VEGF的残余量测定 | 第36-37页 |
2.7.1 材料 | 第36页 |
2.7.2 实验方法 | 第36-37页 |
2.8 SIS的细胞毒性研究 | 第37-38页 |
2.8.1 材料 | 第37页 |
2.8.2 实验方法 | 第37-38页 |
2.9 统计学方法 | 第38-39页 |
2.10 实验结果 | 第39-43页 |
2.10.1 SIS的大体标本观察 | 第39页 |
2.10.2 SIS电镜扫描观察 | 第39页 |
2.10.3 SIS的组织学检查(HE染色和Hoechst染色) | 第39-40页 |
2.10.4 经不同浓度PAA氧化脱细胞处理的SIS单轴力学拉伸测定结果 | 第40-41页 |
2.10.5 经不同浓度PAA处理的SIS的残余DNA量测定结果 | 第41-42页 |
2.10.6 经不同PAA浓度处理的SIS中的生长因子TGF-β、VEGF的残余量测定结果 | 第42-43页 |
2.10.7 USCs在SIS上的黏附实验研究 | 第43页 |
2.11 讨论 | 第43-46页 |
第三章 初级组织工程尿道的体外构建 | 第46-53页 |
3.1 初级组织工程尿道的体外构建 | 第46-50页 |
3.1.1 材料 | 第46-47页 |
3.1.2 实验方法 | 第47-50页 |
3.2 实验结果 | 第50-51页 |
3.2.1 复合支架的HE检测和Hoechst染色 | 第50-51页 |
3.2.2 初级组织工程尿道的Masson三色染色和Hoechst染色 | 第51页 |
3.3 讨论 | 第51-53页 |
结语 | 第53-54页 |
参考文献 | 第54-59页 |
附录 | 第59-60页 |
在校期间发表论文情况 | 第60-61页 |
致谢 | 第61-62页 |
统计学审核证明 | 第62页 |