| 摘要 | 第4-9页 |
| Abstract | 第9-15页 |
| 第1章 绪论 | 第24-26页 |
| 1.1 立题依据 | 第24-26页 |
| 1.1.1 国内外研究现状 | 第24页 |
| 1.1.2 科学问题 | 第24-26页 |
| 第2章 VEGF在雌激素诱导MMP-2/9表达中作用 | 第26-38页 |
| 2.1 前言 | 第26-27页 |
| 2.2 试剂材料 | 第27页 |
| 2.3 实验方法 | 第27-30页 |
| 2.3.1 原代子宫内膜上皮细胞培养 | 第27页 |
| 2.3.2 原位zymography | 第27-28页 |
| 2.3.3 mRNA和蛋白质合成阻断试验 | 第28页 |
| 2.3.4 VEGF RNA干扰试验 | 第28页 |
| 2.3.5 U0126阻断Erk磷酸化 | 第28页 |
| 2.3.6 明胶zymography | 第28-29页 |
| 2.3.7 Western blotting | 第29页 |
| 2.3.8 细胞总RNA抽提及实时RT | 第29-30页 |
| 2.3.9 数据处理和统计分析 | 第30页 |
| 2.4 结果 | 第30-34页 |
| 2.4.1 ADUB子宫内膜组织MMP-2/9活性增加 | 第30页 |
| 2.4.2 雌激素诱导原代子宫内膜上皮细胞MMP | 第30-31页 |
| 2.4.3 mRNA和蛋白质合成抑制剂阻断雌激素诱导的MMP-2/9 表达 | 第31-32页 |
| 2.4.4 雌激素激活子宫内膜上皮细胞ErK1/2 信号通路诱导VEGF表达 | 第32-33页 |
| 2.4.5 ErK信号通路的激活参与雌激素诱导的MMP-2/9表达 | 第33-34页 |
| 2.5 VEGF通过激活Erk1/2信号通路导致MMP-2/9表达增高 | 第34-35页 |
| 2.6 讨论 | 第35-37页 |
| 2.7 小结 | 第37-38页 |
| 第3章 雌激素对大鼠子宫内膜血管内皮细胞通透性影响及分子机制 | 第38-68页 |
| 3.1 前言 | 第38页 |
| 3.2 主要试剂 | 第38-39页 |
| 3.3 主要仪器 | 第39页 |
| 3.4 实验方法 | 第39-44页 |
| 3.4.1 大鼠子宫内膜血管内皮细胞原代分离培养 | 第39-40页 |
| 3.4.2 MMP-2/9活性测定 | 第40页 |
| 3.4.3 Real-time RT-PCR | 第40-41页 |
| 3.4.4 Western-blotting检测 | 第41页 |
| 3.4.5 MTT法测FITC-BSA对EC活力的影响 | 第41页 |
| 3.4.6 单层内皮细胞通透性测定 | 第41-42页 |
| 3.4.7 免疫荧光组织化学 | 第42页 |
| 3.4.8 大鼠子宫内膜组织MMP-2/9活性测定 | 第42-43页 |
| 3.4.9 Western blotting | 第43页 |
| 3.4.10 子宫内膜组织血管通透性分析 | 第43-44页 |
| 3.4.10.1 冰冻切片 | 第43-44页 |
| 3.4.10.2 PI染色 | 第44页 |
| 3.4.11 统计学处理 | 第44页 |
| 3.5 结果 | 第44-64页 |
| 3.5.1 大鼠子宫内膜血管内皮细胞融合单层的鉴定 | 第44-45页 |
| 3.5.2 雌激素对子宫内膜血管内皮细胞通透性的影响 | 第45-47页 |
| 3.5.3 雌激素对子宫内膜血管内皮细胞MMP2/9 活性的影响 | 第47-48页 |
| 3.5.4 雌激素对子宫内膜血管内皮细胞MMP2/9 表达的影响 | 第48-51页 |
| 3.5.5 雌激素对子宫内膜血管内皮细胞Occludin、Claudin-5、ZO-1 蛋白表达的影响 | 第51-53页 |
| 3.5.6 雌激素对子宫内膜血管内皮细胞VEGF表达的影响 | 第53-54页 |
| 3.5.7 免疫荧光组织化学 | 第54-55页 |
| 3.5.8 雌激素对子宫内膜血管通透性的影响 | 第55-56页 |
| 3.5.9 雌激素对子宫内膜组织MMP2/9 活性的影响 | 第56-58页 |
| 3.5.10 雌激素对子宫内膜组织MMP2/9 表达的影响 | 第58-60页 |
| 3.5.11 雌激素对子宫内膜组织Occludin、Claudin- 5、ZO- 1 蛋白表达的影响 | 第60-63页 |
| 3.5.12 雌激素对子宫内膜组织VEGF表达的影响 | 第63-64页 |
| 3.6 讨论 | 第64-66页 |
| 3.7 小结 | 第66-68页 |
| 第4章 ADUB血清标志物的筛选鉴定及其在月经血中的表达 | 第68-76页 |
| 4.1 前言 | 第68页 |
| 4.2 研究对象 | 第68页 |
| 4.3 实验方法 | 第68-71页 |
| 4.3.1 主要试剂和仪器 | 第68-69页 |
| 4.3.2 标本采集和处理 | 第69页 |
| 4.3.3 CM10蛋白芯片检测 | 第69页 |
| 4.3.4 Tricine-SDS-PAGE胶分离和质谱鉴定 | 第69页 |
| 4.3.5 免疫印迹 | 第69-70页 |
| 4.3.6 免疫沉淀 | 第70页 |
| 4.3.7 ELISA检测 | 第70页 |
| 4.3.8 RT-PCR | 第70页 |
| 4.3.9 Western-blotting检测 | 第70-71页 |
| 4.3.10 蛋白质谱图分析 | 第71页 |
| 4.3.11 统计学处理 | 第71页 |
| 4.4 结果 | 第71-74页 |
| 4.4.1 ADUB标志物的筛选结果 | 第71-72页 |
| 4.4.2 SAA和VEGF在ADUB患者和对照者血清中的表达 | 第72-73页 |
| 4.4.2.1 Tricine-SDS-PAGE胶分离和质谱鉴定结果 | 第72页 |
| 4.4.2.2 免疫共沉淀鉴定结果 | 第72-73页 |
| 4.4.3 SAA和VEGF在ADUB患者和对照者月经中的表达 | 第73页 |
| 4.4.3.1 ELISA检测结果 | 第73页 |
| 4.4.3.2 RT-PCR检测结果 | 第73页 |
| 4.4.4 Western印迹检测结果 | 第73-74页 |
| 4.5 讨论 | 第74-75页 |
| 4.6 小结 | 第75-76页 |
| 第5章 ADUB和ODUB血清蛋白标志物的比较研究 | 第76-83页 |
| 5.1 前言 | 第76页 |
| 5.2 研究对象 | 第76页 |
| 5.3 实验方法 | 第76-77页 |
| 5.3.1 标本采集和处理 | 第76页 |
| 5.3.2 蛋白芯片检测及蛋白质谱图分析 | 第76-77页 |
| 5.3.3 Tricine-SDS-PAGE胶分离和质谱鉴定 | 第77页 |
| 5.3.4 ELISA检测 | 第77页 |
| 5.3.5 RT-PCR | 第77页 |
| 5.3.6 Western-blotting检测 | 第77页 |
| 5.3.7 主要试剂和仪器 | 第77页 |
| 5.3.8 统计学分析 | 第77页 |
| 5.4 结果 | 第77-80页 |
| 5.4.1 功血血清标志物的筛选结果 | 第77-78页 |
| 5.4.2 蛋白质鉴定结果 | 第78页 |
| 5.4.3 SAA、VKOR和VEGF在功血患者和正常妇女月经中的表达 | 第78-80页 |
| 5.4.3.1 ELISA检测结果 | 第78-79页 |
| 5.4.3.2 RT-PCR检测结果 | 第79页 |
| 5.4.3.3 Western-blotting检测结果 | 第79-80页 |
| 5.5 讨论 | 第80-81页 |
| 5.6 小结 | 第81-83页 |
| 第6章 SAA对子宫内膜基质细胞VEGF表达的影响 | 第83-93页 |
| 6.1 前言 | 第83页 |
| 6.2 仪器材料 | 第83-84页 |
| 6.3 实验方法 | 第84-87页 |
| 6.3.1 ESC分离与培养 | 第84-85页 |
| 6.3.2 MTT法测SAA对ESC存活的影响 | 第85页 |
| 6.3.3 qRT-PCR | 第85页 |
| 6.3.4 Westen Blot分析 | 第85-86页 |
| 6.3.5 酶联免疫吸附测定 | 第86页 |
| 6.3.6 细胞免疫组织化学 | 第86-87页 |
| 6.3.7 统计分析 | 第87页 |
| 6.4 结果 | 第87-90页 |
| 6.4.1 SAA对ESC存活的影响 | 第87-88页 |
| 6.4.2 SAA对ESC的VEGF表达的剂量效用 | 第88-89页 |
| 6.4.3 20mg/LSAA对ESC的VEGF表达的时间效用 | 第89-90页 |
| 6.4.4 SAA对ESC的VEGF分泌水平的影响 | 第90页 |
| 6.5 讨论 | 第90-92页 |
| 6.6 小结 | 第92-93页 |
| 第7章 结论 | 第93-94页 |
| 参考文献 | 第94-108页 |
| 综述一 | 第108-120页 |
| 参考文献 | 第115-120页 |
| 综述二 | 第120-134页 |
| 参考文献 | 第127-134页 |
| 作者攻读学位期间所获科研成果 | 第134-135页 |
| 致谢 | 第135页 |
