| 附件 | 第1-6页 |
| 摘要 | 第6-8页 |
| Abstract | 第8-16页 |
| 第一章 文献综述 | 第16-23页 |
| ·异黄酮研究概述 | 第16-17页 |
| ·大豆异黄酮组分 | 第16页 |
| ·大豆异黄酮在种子中的积累 | 第16页 |
| ·异黄酮的主要生理功能 | 第16-17页 |
| ·异黄酮的生物合成途径 | 第17-20页 |
| ·异黄酮的生物合成途径 | 第17-18页 |
| ·异黄酮合成路径的结构基因及关键酶 | 第18-20页 |
| ·苯丙氨酸解氨酶（PAL） | 第18页 |
| ·查尔酮合酶（CHS） | 第18页 |
| ·查尔酮异构酶（CHI） | 第18-19页 |
| ·异黄酮合酶（IFS） | 第19页 |
| ·2-羟基异黄酮脱水酶（HID） | 第19页 |
| ·甲基转移酶（OMTs） | 第19-20页 |
| ·糖基转移酶（UGTs） | 第20页 |
| ·异黄酮类化合物与黄酮类化合物合成分支的竞争作用 | 第20页 |
| ·大豆异黄酮生物合成的调控 | 第20-21页 |
| ·结构基因的修饰 | 第20-21页 |
| ·转录因子调控异黄酮的生物合成 | 第21页 |
| ·RNA 干扰技术 | 第21-23页 |
| ·RNA 干扰机制 | 第21-22页 |
| ·植物 RNA 干扰载体 | 第22页 |
| ·RNAi 在大豆中的应用 | 第22-23页 |
| 第二章 大豆异黄酮主要组分 QTL 定位与分子生物信息分析 | 第23-38页 |
| ·材料与方法 | 第23页 |
| ·试验材料 | 第23页 |
| ·实验方法 | 第23页 |
| ·结果与分析 | 第23-36页 |
| ·ICIMapping 软件定位大豆异黄酮主要组分的加性 QTL | 第23-24页 |
| ·利用 QTXNetwork 软件定位与异黄酮主要组分相关的加性 QTL | 第24-28页 |
| ·利用 QTXNetwork 软件定位与异黄酮主要组分相关的上位性 QTL | 第28页 |
| ·QTL 与环境的互作效应 | 第28页 |
| ·加性 QTL 区间内基因的生物信息学分析 | 第28-36页 |
| ·讨论 | 第36-37页 |
| ·与异黄酮含量相关的加性 QTL 区间的比较 | 第36页 |
| ·异黄酮合成与积累存在着复杂的调控网络 | 第36-37页 |
| ·本章小结 | 第37-38页 |
| 第三章 调控异黄酮合成转录因子基因的筛选与克隆及群体验证 | 第38-54页 |
| ·材料与试剂 | 第38-39页 |
| ·试验材料与田间设计 | 第38页 |
| ·菌株 | 第38页 |
| ·工具酶及生化试剂 | 第38页 |
| ·主要仪器设备 | 第38页 |
| ·PCR 引物 | 第38-39页 |
| ·实验方法 | 第39-44页 |
| ·大豆叶片 DNA 的提取 | 第39页 |
| ·目的片段的克隆 PCR 反应 | 第39-40页 |
| ·PCR 产物回收 | 第40-41页 |
| ·载体 pGEM-T Easy Vector 和目的 DNA 片段的连接 | 第41页 |
| ·大肠杆菌感受态细胞的转化 | 第41-42页 |
| ·质粒 DNA 的提取 | 第42-43页 |
| ·Gm20MYB-1 和 Gm20ZF-1 的 dCAPS 产物的检测 | 第43-44页 |
| ·数据整理与统计分析 | 第44页 |
| ·结果与分析 | 第44-52页 |
| ·Gm20MYB-1 和 Gm20ZF-1 基因编码序列的获得 | 第44-45页 |
| ·Gm20MYB-1 和 Gm20ZF-1 序列特征分析 | 第45-47页 |
| ·Gm20MYB-1 和 Gm20ZF-1 基因编码序列比对 | 第47-48页 |
| ·Gm20MYB-1 和 Gm20ZF-1SNP 的群体验证 | 第48-52页 |
| ·Gm20MYB-1 和 Gm20ZF-1 SNP 位点在 RIL 群体及自然群体中的带型检测 | 第48-49页 |
| ·Gm20MYB-1 和 Gm20ZF-1 SNP 位点变异与异黄酮含量变化的关系 | 第49-52页 |
| ·讨论 | 第52-53页 |
| ·基于参考基因组序列比对，可加速精细 QTL 区间相关基因的克隆与功能验证 | 第52-53页 |
| ·通过 dCAPS 引物设计，可方便快速地检测 SNP 位点的差异 | 第53页 |
| ·Gm20MYB-1 和 Gm20ZF-1 基因对大豆 RIL 群体和自然群体中异黄酮含量的影响存在差异 | 第53页 |
| ·本章小结 | 第53-54页 |
| 第四章 大豆转录因子基因 GM20MYB-1 和 GM20ZF-1 的时空表达模式分析 | 第54-68页 |
| ·试验材料 | 第54-56页 |
| ·材料 | 第54页 |
| ·工具酶及生化试剂 | 第54页 |
| ·主要仪器设备 | 第54页 |
| ·转录因子基因及异黄酮合成相关酶基因的 Real-time PCR 引物 | 第54-56页 |
| ·实验方法 | 第56-58页 |
| ·大豆不同组织总 RNA 的提取 | 第56页 |
| ·cDNA 的合成 | 第56-57页 |
| ·Real-time PCR 分析 | 第57页 |
| ·不同时期大豆种子异黄酮的提取 | 第57-58页 |
| ·HPLC 方法检测大豆种子种异黄酮含量 | 第58页 |
| ·数据统计与分析 | 第58页 |
| ·结果与分析 | 第58-64页 |
| ·大豆种子发育过程中异黄酮含量变化趋势 | 第58页 |
| ·Gm20MYB-1 和 Gm20ZF-1 的时空表达变化 | 第58-59页 |
| ·异黄酮合成相关酶基因的表达变化与异黄酮含量的相关性 | 第59-63页 |
| ·各异黄酮合成相关酶基因家族内不同基因的表达量变化 | 第63-64页 |
| ·种子发育过程中各异黄酮合成相关酶基因表达的相关性 | 第64页 |
| ·讨论 | 第64-66页 |
| ·大豆异黄酮在不同品种种子发育过程中积累变化的差异 | 第64页 |
| ·调节异黄酮合成相关酶基因的表达可能增加大豆种子中的异黄酮含量 | 第64-65页 |
| ·同一基因家族不同成员的差异表达可能对异黄酮的积累具有不同的影响 | 第65页 |
| ·大豆异黄酮合成路径中关键酶之间存在复杂的网络调控 | 第65-66页 |
| ·Gm20MYB-1 和 Gm20ZF-1 的表达与异黄酮合成途径的关系 | 第66页 |
| ·本章小结 | 第66-68页 |
| 第五章 GM20MYB-1 和 GM20ZF-1 基因 RNAI 载体的构建及大豆子叶节的发状根转化 | 第68-76页 |
| ·试验材料 | 第68页 |
| ·材料与菌株 | 第68页 |
| ·工具酶及生化试剂 | 第68页 |
| ·PCR 引物 | 第68页 |
| ·实验方法 | 第68-70页 |
| ·总 RNA 的提取和 cDNA 的合成 | 第68-69页 |
| ·RNA 干扰片段与 pEASY-T1 Simple Cloning Vector 的连接反应 | 第69页 |
| ·大肠杆菌感受态细胞的转化和质粒 DNA 的提取 | 第69页 |
| ·质粒 DNA 的酶切检测 | 第69页 |
| ·植物表达载体导入感受态农杆菌 K599（电击转化） | 第69页 |
| ·农杆菌菌液 PCR | 第69-70页 |
| ·农杆菌菌液的二次活化与大豆发状根的遗传转化 | 第70页 |
| ·发状根的鉴定 | 第70页 |
| ·结果与分析 | 第70-75页 |
| ·目的基因的克隆 | 第70-71页 |
| ·RNA 干扰表达元件分别与 T 载体连接测序 | 第71页 |
| ·pEASY-T1-Gm20MYB-1-RNAi 和 pEASY-T1- Gm20ZF-1-RNAi 载体的构建 | 第71-73页 |
| ·pGFPGUSplus-Gm20MYB-1-RNAi 和 pGFPGUSplus-Gm20ZF-1-RNAi 载体的构建 | 第73-74页 |
| ·大豆发状根的遗传转化 | 第74页 |
| ·阳性发状根异黄酮含量的测定 | 第74-75页 |
| ·讨论 | 第75页 |
| ·本章小结 | 第75-76页 |
| 第六章 全文结论 | 第76-78页 |
| 参考文献 | 第78-84页 |
| 附录 | 第84-89页 |
| 致谢 | 第89-90页 |
| 作者简历 | 第90页 |
